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Pourquoi est-il courant de cultiver des microalgues dans des bouteilles ou des bidons ?

Pourquoi est-il courant de cultiver des microalgues dans des bouteilles ou des bidons ?



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J'ai rencontré beaucoup de gens qui cultivaient des types de microalgues Chlorelle ou Spiruline, à l'intérieur de bouteilles ou de bidons et qu'ils faisaient également barboter du CO2 artificiellement dans ces conteneurs.

Cette question est essentiellement composée de deux questions qui clarifieront ce que j'essaie de comprendre :

  • Pourquoi utilisent-ils des bouteilles ou tout type de bidon semblable à une bouteille ?
  • Pourquoi insèrent-ils artificiellement du CO2 dans la bouteille dans le cas où la bouteille n'a pas de bouchon ? Si l'on prétend que suffisamment de CO2 ne pourra pas traverser le goulot de la bouteille, pourquoi faire pousser les algues à l'intérieur d'une bouteille/aquarium en premier lieu, et non dans une baignoire entièrement exposée à l'air ?

Vraiment, le mérite de cette réponse revient à un autre « Homo sapien » du lien du manuel Spirulina dans son commentaire.

Pourquoi utilisent-ils des bouteilles ou tout type de bidon semblable à une bouteille ?

Probablement, car ils sont clairs. Du manuel :

La spiruline a besoin de soleil, il est donc préférable que le contenant dans lequel elle est cultivée soit transparent.

Les bouteilles en plastique sont bon marché, claires et faciles à trouver, elles constituent donc le matériau idéal.

Pourquoi insèrent-ils artificiellement du CO2 dans la bouteille au cas où la bouteille n'a pas de bouchon ?

Je ne pense pas que les tubes de ta photo soient des tubes de CO2. Au contraire, je parierais que ce sont des tubes à bulles (comme dans les aquariums). Ceux-ci sont nécessaires pour maintenir le milieu de croissance en mouvement constant. Encore une fois, du manuel:

La spiruline a tendance à se rassembler au sommet de la culture en croissance, où l'exposition au soleil est maximale. Pour cette raison, la spiruline qui ne peut pas atteindre le sommet ne se multipliera pas et finira par mourir.

Afin de maximiser l'exposition de la spiruline au soleil, l'eau dans laquelle elle est cultivée doit être agitée…

Une autre option est une pompe, le type le plus simple utilisé pour les aquariums. (c'est moi qui souligne)


Des perspectives fleuries ?

Les mers grouillent avec eux, une multitude inimaginable. Les algues sont le puits de carbone le plus important de la biosphère. Les océans du monde séquestrent chaque année 2 gigatonnes de carbone via l'absorption de dioxyde de carbone, contre 1,4 gigatonnes pour la biosphère terrestre totale. Pourtant, sur les quelque 40 000 espèces d'algues qui existent, mais un petit nombre, à peine cinq ou six, sont exploitées par l'homme. Cette fraction minuscule, cependant, équivaut à une consommation de 5 milliards de tonnes par an, principalement des algues marines multicellulaires vertes et vert-brun, ou des algues marines. Les Japonais le mangent tous les jours sous forme de &# x02018nori&# x02019, de fines feuilles d'algues séchées qui enveloppent les rouleaux de sushi et accompagnent le petit-déjeuner traditionnel. JE ).

Puddings instantanés
Crème glacée
Sherberts
Chocolat
Du fromage
Mayonnaise
Lotions
Mousse à raser
Caoutchoucs
Latex
Engrais et terreau
additifs

Ces macroalgues multicellulaires fournissent trois extraits principaux : les alginates, les carraghénines et les géloses, qui sont appréciés pour leurs propriétés physiques, telles qu'épaississantes, gélifiantes, émulsifiantes ou filmogènes. Mais maintenant, le temps est venu pour les microalgues, les algues unicellulaires bleu-vert et rouges qui peuvent être cultivées dans de vastes bioréacteurs photosynthétiques. Ils sont prisés pour leur valeur micronutritionnelle, contenant des substances qui, selon ceux qui les investissent, renforceront notre système immunitaire, combattront le cancer, nous protégeront des rayons UV et traiteront les affections articulaires, pour ne citer que quelques applications. D'autres ont exploré leur utilisation dans la bioremédiation&# x02014l'élimination des métaux lourds des sols et de l'eau pollués&# x02014et certains ont même essayé de faire pousser des microalgues dans le CO2-les fumées riches des installations industrielles pour utiliser la biomasse résultante comme combustible. Mais la production de masse de microalgues dans des bioréacteurs autotrophes alimentés par la lumière est-elle économiquement viable ?

De toute évidence, certains pensent que c'est parce qu'ils ont construit le plus grand photobioréacteur fermé au monde, dépendant uniquement de la lumière comme source d'énergie, à la périphérie de Kl&# x000f6tze dans le nord de l'Allemagne. Avec une capacité de 700 mètres cubes, et couvrant une superficie de plus d'un hectare, la machine verte allemande est 10 fois plus grande que son plus proche concurrent à Hawaï. Son produit, Chlorelle vulgaire, une algue unicellulaire bleu-vert, est principalement destinée aux additifs pour l'alimentation humaine et animale, et les cosmétiques.

Mais une autorité de premier plan sur les microalgues, Michael Melkonian, professeur à l'Institut botanique de l'Université de Cologne, pense qu'il reste encore des obstacles à surmonter. ‘Le plus gros problème est de savoir comment amener la source d'énergie aux cellules. Pour obtenir de la lumière dans chaque cellule, vous avez besoin d'une fine couche de cellules. Les plantes supérieures ont résolu ce problème il y a des millions d'années avec la feuille. ils peuvent être économiquement viables.

C'est une mauvaise nouvelle pour Gottfried Mende, directeur de l'usine de Klötze, même s'il reste convaincu du succès de son entreprise, et en particulier de la valeur de son produit. Ils sont tellement pleins de bonnes choses qu'il est possible d'exister uniquement sur Chlorelle vulgaire&# x02019 selon Mende, &# x02018mais ce n'est pas très amusant&# x02019 ajouta-t-il avec humour. Son entreprise, Ökologische Produkte Altmark GmbH, a misé son avenir sur la demande d'or vert, qui contient plus de protéines par gramme de masse sèche que le soja, et promet de donner naissance à une gamme d'aliments fonctionnels ou design. En effet, l'année dernière rien qu'en Allemagne, jusqu'à 350 tonnes de masse sèche de microalgues ont été utilisées, principalement dans les additifs alimentaires et les cosmétiques. Euros par kg de masse sèche. Cependant, contrairement au soja, ce n'est pas pour sa valeur protéique que Chlorelle est mangé par l'homme et donné au bétail. Bien que le mécanisme ne soit pas bien compris, une dose quotidienne de 3 g de Chlorelle vulgaire peut renforcer le système immunitaire et vous faire vous sentir mieux, dit Mende, qui prend lui-même une dose chaque jour.

Le coup de pouce qui Chlorelle donne au système immunitaire est probablement due aux polysaccharides à chaîne ramifiée, qui sont connus pour être antigéniques les avantages cardiovasculaires proviennent principalement des antioxydants et des acides gras oméga-insaturés. Ce sont les mêmes que l'on trouve chez certains poissons qui les acquièrent en mangeant des algues. Les antioxydants des algues tels que les caroténoïdes et les polyphénols complexes absorbent les radicaux toxiques et peuvent protéger contre le cancer, les dommages causés par les UV et l'athérosclérose. Le public peut désormais acheter Mende&# x02019s brun-vert Chlorelle vulgaire comprimés dans la pharmacie locale et les ajouter à leur sélection matinale de suppléments vitaminiques et minéraux favorisant la santé et la vitalité.

Ce qui est bon pour l'homme s'avère également bon pour la bête. Des essais ont montré que l'ajout de 0,2% Chlorelle vulgaire à l'alimentation des poulets augmente le poids des animaux à l'abattage de 10&# x00025. Les poulets sont généralement en meilleure santé et bénéficient d'une réduction de 16 % du cholestérol. Ici, le marché des microalgues a récemment été stimulé par les nouvelles réglementations de la CE limitant l'utilisation d'antibiotiques dans l'alimentation animale. De plus, il semblerait que les microalgues ne présentent aucun risque pour l'homme ou l'environnement, puisqu'elles habitent la terre depuis des milliards d'années et font partie de la chaîne alimentaire humaine depuis l'aube de l'humanité.

Notre familiarité historique avec les algues nous a fait ignorer leur omniprésence pense Otto Pulz de l'Institut f&# x000fcr Getreideverarbeitung GmbH près de Potsdam, Allemagne : &# x02018Je pense que les algues sont déjà plus publiques que le public ne le pense,&# x02019 a fait remarquer Pulz, qui travaille sur le développement de photobioréacteurs, et l'utilisation d'extraits de microalgues en cosmétique. L'acceptation par les consommateurs des produits à base d'algues a considérablement augmenté au cours des 5 dernières années, selon Pulz, qui est une figure clé du développement de l'usine de Klötze. Et en raison de l'énorme biodiversité des océans, les bio-ingénieurs n'ont qu'à se tourner vers la nature pour trouver de nouveaux composés ou voies biochimiques prometteurs. « Le génie génétique dans les microalgues n'est pas un véritable objectif pour le biotechnologiste », comme l'a dit Pulz. Les applications potentielles des extraits naturels de microalgues augmentent presque quotidiennement (tableau ​ (tableau II II ).

Santé médicale et générale :
Stimulation d'un système immunitaire vigoureux
Traitement du syndrome du canal carpien
Traitement des douleurs et inflammations articulaires
Pigments fluorescents pour le diagnostic médical
Amélioration de la récupération musculaire après l'exercice
Traitement des boutons de fièvre
Traitement des allergies
Traitement du cancer
Amélioration de la santé générale des humains et des animaux de ferme
 
Prophylactique:
Prévention des maladies cardiovasculaires
Prévention du cancer
Hypertension
protection UV

Les entrepreneurs d'outre-Atlantique croient également à la viabilité économique de la production de microalgues à grande échelle. Si les microalgues sont présentées comme le prochain additif alimentaire fonctionnel en Allemagne, cela ne peut être rien comparé au battage médiatique qui entoure leurs qualités bénéfiques pour la santé aux États-Unis. Idéalement situé, le complexe riverain de Kailua-Kona, à Hawaï, est la plus grande installation de culture ouverte au monde. Vert émeraude scintillant sous le soleil du Pacifique sont 36 hectares de canaux interconnectés contenant Spiruline du Pacifique, une microalgue en spirale qui se développe à pH 10&# x0201311. La société est Cyanotech, et son PDG, Gerry Cysewski, pense certainement qu'il est sur un gagnant. Spirulina Pacifica ® 𠅎st maintenant une marque déposée𠅎st présentée comme 𠆊 complément alimentaire riche en nutriments… ֺ] source hautement absorbable de bêta-carotène naturel, caroténoïdes mélangés et autres phytonutriments, vitamines B, gamma linolénique l'acide (GLA), les protéines et les acides aminés essentiels. Étonnamment, cela est également vrai, mais les cultures occidentales nourries d'aliments synthétiques peuvent surprendre que quelque chose d'aussi naturel puisse être bon pour vous. En effet, selon Cyanogen, il a été utilisé comme une importante source de nourriture pendant des siècles.’

Ironiquement, nous avons redécouvert via la science la sagesse acceptée selon laquelle les plantes contiennent beaucoup de bonnes choses. Néanmoins, les comprimés brunâtres n'inspireront guère le consommateur, c'est pourquoi Cyanotech le commercialise dans des flacons colorés attrayants. Apparemment, six comprimés de spiruline (0,5 g chacun) fournissent les nutriments essentiels de 5 portions de fruits et légumes recommandés par les sociétés américaines du cancer et du cœur. Pour ajouter du poids à ses bienfaits revendiqués pour la santé, Spiruline a récemment montré qu'il augmentait la capacité de destruction des tumeurs des cellules Natural Killer et de l'interféron gamma, selon un essai clinique sur des volontaires de l'Institut de santé publique d'Osaka au Japon.

Et ce n'est peut-être pas la seule application clinique des microalgues. Un autre extrait pourrait bientôt être prescrit pour le syndrome du canal carpien et l'inflammation articulaire. Comme l'a expliqué le PDG de Cyanotech, l'astaxanthine naturelle—marque déposée BioAstin‘𠅊 pigment et antioxydant produit par l'algue Hématocoque, est le traitement le plus prometteur pour le syndrome du canal carpien sans chirurgie. Aux États-Unis seulement, le marché du syndrome du canal carpien et des affections articulaires représente 1,5 milliard de dollars américains par an. Produite dans un photobioréacteur fermé de 45 mètres cubes chez Cyanotech, l'astaxanthine prétend également être bénéfique contre les douleurs musculaires et l'immunité réduite résultant de la libération de radicaux libres pendant un exercice intense. Mais le succès des remèdes naturels dépend aussi de la science derrière les allégations. Comme l'a souligné Cysewski, « De nombreux produits de l'industrie de la santé aux États-Unis ont beaucoup de données scientifiques douteuses derrière eux », c'est pourquoi Cyanotech tient à « utiliser une science solide pour étayer les allégations relatives à la santé ». L'usine utilise également des pratiques environnementales, recycle toute son eau et évite l'utilisation de pesticides ou d'herbicides.

Après tout, les microalgues et les plantes en général sont bien connues pour être parmi les plus grands appareils de nettoyage de l'environnement au monde. En fait, la possibilité que les microalgues puissent être utilisées dans la biorestauration environnementale est envisagée depuis des décennies. Des études pilotes ont été menées en Allemagne et aux États-Unis sur la faisabilité d'utiliser des microalgues pour éliminer le dioxyde de carbone des gaz de combustion des installations industrielles et d'utiliser la biomasse résultante comme combustible. Ils pourraient également trouver des applications dans l'élimination de la contamination par les métaux lourds de l'eau et du sol. Les dentistes allemands donnent déjà aux patients Chlorelle comprimés pour absorber le mercure libéré lors du remplacement des obturations à l'amalgame au mercure.

Mais il est tentant de croire que les microalgues pourraient être la solution au CO global2 surproduction, Michael Melkonian peut parler d'expériences frustrantes au contraire. En tant que consultant sur plusieurs projets industriels, il ne doit pas être ignoré. Travailler sur un projet des années 1970 pour réduire le CO2 les émissions d'une usine de lignite westfalienne lui ont appris que les algues ne sont pas une solution économiquement viable. Bien que les algues poussent comme une traînée de poudre dans 10% CO2 ils doivent être produits à un coût ne dépassant pas 40 euros la tonne pour être économiquement viables comme source de combustible. Malheureusement, ce n'était pas possible. Les Japonais l'ont également découvert à leur grand regret, après avoir dépensé US$򠄀 million sur un projet de 10 ans.

Alors, les microalgues ont-elles un avenir ? Les microalgues pour l'alimentation humaine et animale doivent être produites à un coût ne dépassant pas 10 euros par kg de masse sèche pour être commercialement compétitives, pense Melkonian, qui se demande comment l'usine de Klötze peut rivaliser avec les installations japonaises qui cultivent les algues plus rapidement, de manière hétérotrophe& #x02014 n'utilise pas seulement la lumière & # x02014 et peut vendre le produit pour 30 euros le kg. Comme il l'a conclu, "je doute qu'ils puissent le produire pour ce prix en Kl&# x000f6tze.&# x02019. C'est un fait que la plus grande production d'acides gras insaturés destinés à être utilisés comme additifs alimentaires humains est réalisée dans des fermenteurs bactériens et hétérotrophes bioréacteurs d'algues, qui sont beaucoup moins chers que la méthode Klötze.

Malgré la prudence de personnes comme Melkonian, il semble y avoir beaucoup de capital-risque en attente d'afflux dans les tubes verts, en particulier en Allemagne, et les grandes entreprises investissent également dans la technologie des microalgues. Les microalgues ne sont peut-être pas une solution à la pollution mondiale après tout, elles ne guérissent peut-être même pas les maladies, mais si elles nous aident à vivre plus longtemps, en meilleure santé et avec une peau plus lisse, les gens les achèteront, quel qu'en soit le prix. Comme Mende l'a conclu, ce n'est pas un médicament miracle, mais vous vous demandez certainement ce qu'il peut faire ensuite.


Faire pousser des algues

Ce projet mesure le taux de croissance des algues alimentées en dioxyde de carbone supplémentaire.

L'objectif est d'amener l'étudiant à mener une expérience contrôlée pour tester une hypothèse sur les conditions affectant la croissance des algues.

  • Le dioxyde de carbone supplémentaire affecte-t-il le taux de croissance des algues?
  • La conception expérimentale est-elle capable de produire suffisamment de dioxyde de carbone pour favoriser la croissance des algues ?

Les algues sont des organismes que l'on trouve couramment dans les milieux aquatiques. Il en existe deux types : les macroalgues et les microalgues. Les grandes macroalgues multicellulaires se trouvent souvent dans les étangs et dans l'océan. Ils ont tendance à être mesurables en pouces, bien que le varech géant dans l'océan puisse atteindre plus de 100 pieds de long. Les microalgues sont de minuscules algues unicellulaires qui se développent sous forme de suspensions dans l'eau et sont mesurables en micromètres. Les sources communes de microalgues sont les tourbières, les marais et les marécages.

Toutes les algues ont besoin de lumière du soleil, d'eau, de nutriments et de dioxyde de carbone pour leur croissance. Grâce au processus de photosynthèse, les algues convertissent le dioxyde de carbone en glucose (un sucre). Le glucose est ensuite décomposé en acides gras qui, dans des conditions normales, sont utilisés pour produire des membranes pour de nouvelles cellules d'algues. Si, cependant, les algues sont privées de nutriments, les acides gras produisent des molécules de graisse (huile). Parce que le dioxyde de carbone est la seule source de carbone pour les algues, il est essentiel d'avoir un approvisionnement adéquat si elles doivent être utilisées à des fins commerciales.

  • Quels matériaux sont nécessaires ? Trois bouteilles d'un litre d'eau purifiée brasseur de sucre & rsquos levure mastic silicone perceuse 6 mm aquarium tube de compagnie aérienne algues
  • Les matériaux peuvent être trouvés aux endroits suivants : eau purifiée (supermarché), sucre (supermarché), levure de bière (supermarché), mastic silicone (magasin de type Walmart) aquarium compagnie aérienne (animalerie) algues (étang ou marais ou approvisionnement biologique/scientifique) maison) 10-15-10 engrais liquide pour plantes (pépinière ou Internet)
  1. Découvrez les conditions requises pour la croissance des algues et formulez une hypothèse pour prédire si l'apport de dioxyde de carbone supplémentaire aux algues serait un moyen réalisable d'augmenter la croissance des algues.
  2. Recueillez des algues dans un étang, un marais, un marécage, une piscine, un aquarium, un bain d'oiseaux ou toute autre source. Si vous ne parvenez pas à localiser une source naturelle, contactez un fournisseur de produits biologiques/scientifiques (Google).
  3. Ajoutez des quantités équivalentes d'algues dans deux bouteilles (en plastique transparent) d'eau purifiée. Jeter les bouchons des bouteilles.
  4. Ajoutez deux gouttes d'engrais liquide pour plantes 10-15-10 dans chaque bouteille.
  5. Versez une petite quantité d'eau d'une troisième bouteille d'eau purifiée, en laissant environ un pouce d'espace d'air au sommet de la bouteille. Cette bouteille sera le réacteur à dioxyde de carbone.
  6. Faites un trou dans le bouchon de la bouteille du réacteur juste assez grand pour permettre à une ligne aérienne d'aquarium de le traverser, puis faites passer la ligne aérienne à travers le trou de sorte qu'elle s'étende dans l'espace d'air libre lorsque le bouchon est en place. Sceller la conduite d'air jusqu'en haut du bouchon de la bouteille avec un mastic silicone.
  7. Dissoudre 2 cuillères à café de sucre et 1 cuillère à café de levure de bière dans le réacteur. (La levure est un champignon qui convertit le sucre en bulles de dioxyde de carbone.)
  8. Étendez la conduite d'air de l'aquarium de la bouteille du réacteur à l'une des bouteilles contenant des algues. La ligne aérienne devrait s'étendre à mi-chemin dans la bouteille d'algues.
  9. Placez les trois bouteilles à l'extérieur où elles recevront un soleil indirect. (ASTUCE : la lumière directe du soleil peut inhiber la croissance. La température optimale pour la croissance des algues se situe entre 20 et 24 degrés C. Les températures supérieures à 35 degrés C sont mortelles pour les algues.)
  10. Surveiller la croissance des algues dans les deux flacons d'échantillons pendant un mois. Si nécessaire, remplacez le sucre, la levure et l'eau dans le réacteur pour maintenir la source de dioxyde de carbone en fonctionnement.
  11. À la fin du mois, comparez les quantités d'algues dans les deux flacons d'échantillons.
  12. Évaluez votre hypothèse à la lumière de vos conclusions. Révisez-le si nécessaire et proposez des expériences complémentaires.

Termes: Photosynthèse Algues Microalgues Macroalgues Dioxyde de carbone Levure Sucre

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Résumé

Une stratégie fed-batch est proposée pour produire de la biomasse de microalgues dans des conditions hétérotrophes non axéniques. La stratégie induit l'alternance de phases de culture N-deplete (Glucose-replete) et N-replete (Glucose-deplete) par l'apport périodique et non couplé de glucose et de NO3 − à la culture. Culture de la microalgue T. obliquus avec cette stratégie a réduit le rapport de la concentration de bactéries à la concentration de cellules de microalgues de 1,6, atteint par la culture photoautotrophe conventionnelle, à 0,03. Pendant la phase d'épuisement en N, la duplication des microalgues s'est arrêtée et la concentration de biomasse a augmenté de 1,9 fois, tandis que pendant la phase d'épuisement en N, les microalgues se sont dupliquées en réduisant de moitié leur taille moyenne et en perdant environ 25 % de leur poids. Le procédé s'est avéré efficace sur plusieurs cycles consécutifs. La productivité de la biomasse jusqu'à 6,1 g/Ld et la concentration de la biomasse jusqu'à 26 g/L ont été atteintes. Les résultats démontrent que la stratégie proposée peut prévenir efficacement la contamination bactérienne, ouvrant la voie à la production à grande échelle de biomasse de microalgues dans des conditions hétérotrophes non axéniques.


Mise en place d'une collection de cultures de microalgues axée sur la bioénergie

Un scénario prometteur d'énergie renouvelable implique la croissance de microalgues photosynthétiques comme matière première de biocarburant pouvant être convertie en carburants fongibles à forte densité énergétique. Les microalgues transforment l'énergie de la lumière du soleil en une variété de produits de stockage à faible teneur en carbone, y compris les triacylglycérols, qui peuvent être facilement transformés en substituts de carburant diesel. Pour développer une industrie des biocarburants algaux économiquement viable, il est important de maximiser la production et l'accumulation de ces vecteurs bioénergétiques ciblés dans des souches sélectionnées. Dans un effort pour identifier des isolats de matières premières prometteurs, nous avons développé, évalué et optimisé des techniques contemporaines de tri cellulaire à haut débit pour établir une collection de microalgues isolées d'écosystèmes très divers à proximité de zones géographiques qui sont des sites potentiels pour la culture d'algues à grande échelle dans le sud-ouest des États-Unis. États. Ces efforts ont abouti à une collection de cultures contenant 360 souches de microalgues distinctes. Nous rapportons l'établissement de cette collection et quelques études préliminaires de criblage qualitatif pour identifier d'importants phénotypes de biocarburants, y compris l'accumulation de lipides neutres et les taux de croissance. Dans le cadre de cette entreprise, nous avons déterminé des milieux de culture appropriés et évalué les techniques de cryoconservation essentielles pour le stockage à long terme des micro-organismes de cette collection. Cette technique permet l'isolement rapide d'une vaste biodiversité de souches qui peut être exploitée pour la sélection de souches de matières premières bioénergétiques prometteuses, ainsi que pour fournir des avancées fondamentales dans notre compréhension de la biologie fondamentale des algues.

Points forts

► Protocole de bioprospection mis en place pour identifier les souches prometteuses de biocarburant de microalgues. ► Stratégie de cryoconservation développée pour la conservation de la biodiversité. ► Identification de milieux de croissance prometteurs et de stratégies d'enrichissement.


Les algues vertes

Nos rédacteurs examineront ce que vous avez soumis et détermineront s'il faut réviser l'article.

Les algues vertes, membres de la division Chlorophyta, comprenant entre 9 000 et 12 000 espèces. Les pigments photosynthétiques (chlorophylles a et b, carotène et xanthophylle) sont dans les mêmes proportions que ceux des plantes supérieures. La cellule typique d'algue verte, qui peut être mobile ou immobile, possède une vacuole centrale, des pigments contenus dans des plastes dont la forme varie selon les espèces, et une paroi cellulaire à deux couches de cellulose et de pectine. La nourriture est stockée sous forme d'amidon dans les pyrénoïdes (noyaux protéiniques dans les plastes). Les algues vertes, de taille et de forme variables, comprennent des algues unicellulaires (Chlamydomonas, desmidés), colonial (Hydrodiction, Volvox), filamenteux (Spirogyre, Cladophore) et tubulaire (Actebularia, Caulerpa) formes. La reproduction sexuée est courante, avec des gamètes qui ont deux ou quatre flagelles. La reproduction asexuée se fait par division cellulaire (Protocoque), des spores mobiles ou non mobiles (Ulothrix, dogonium) et la fragmentation.

La plupart des algues vertes se trouvent dans l'eau douce, généralement attachées aux roches et au bois submergés ou sous forme d'écume sur les eaux stagnantes. Il existe également des espèces terrestres et marines. Les espèces microscopiques flottant librement servent de source de nourriture et d'oxygène pour les organismes aquatiques. Les algues vertes sont également importantes dans l'étude de l'évolution des plantes les unicellulaires Chlamydomonas est considérée comme similaire à la forme ancestrale qui a probablement donné naissance aux plantes terrestres.


Culture de phytoplancton pour l'alimentation de l'aquaculture

Cette fiche publiée par le Centre régional d'aquaculture du Sud (SRAC) donne des informations sur la culture du phytoplancton pour l'alimentation aquacole.

Le phytoplancton se compose de microalgues unicellulaires marines et d'eau douce et d'autres organismes de type végétal. Ils sont utilisés dans la production de produits pharmaceutiques, de compléments alimentaires, de pigments et de biocarburants, et également utilisés comme aliments pour l'aquaculture. Le phytoplancton est cultivé pour nourrir les mollusques bivalves (à tous les stades de la vie), les premiers stades larvaires des crustacés et le zooplancton (p.

Les flagellés et les diatomées sont deux types importants de phytoplancton à la base de la chaîne alimentaire. Ils fabriquent des composants cellulaires par le processus de photosynthèse, en absorbant le dioxyde de carbone et les nutriments de l'eau et en utilisant la lumière comme source d'énergie.

Les microalgues utilisées comme aliments dans les écloseries varient en taille, en exigences environnementales, en taux de croissance et en valeur nutritionnelle (Fig. 1, Tableaux 1 et 2) (Helm et al., 2004). Lors de la sélection d'une espèce pour la culture, il est important de prendre tous ces paramètres en considération. La plupart des écloseries cultivent une variété d'espèces qui répondent à différents besoins tout au long du cycle de production en ce qui concerne la taille, la digestibilité, les caractéristiques de la culture et la valeur nutritionnelle (Muller-Feuga et al., 2003).

Les conditions de culture peuvent varier considérablement - des étangs extérieurs ou des raceways avec des nutriments ajoutés pour favoriser la prolifération des microalgues naturelles, aux monocultures élevées à l'intérieur dans des conditions environnementales contrôlées. Cet article se concentre sur la monoculture de microalgues dans des conditions environnementales et des protocoles de production clairement définis.

Volume cellulaire, poids organique et teneur brute en lipides de certaines espèces de phytoplancton couramment cultivées et utilisées dans les écloseries de mollusques bivalves et de poissons (Helm et al., 2004).

Les installations de culture de microalgues utilisent généralement de l'eau de mer enrichie en nutriments, principalement des nitrates, des phosphates, des oligo-éléments essentiels, des vitamines et, dans le cas des diatomées, des silicates. L'eau utilisée pour la culture des microalgues doit avoir une composition chimique similaire à celle utilisée pour la culture des animaux, et elle doit être prétraitée. Certains laboratoires utilisent de l'eau de mer synthétique pour les cultures à petite échelle, mais son coût est prohibitif pour la production à grande échelle dans les écloseries commerciales.

Plages de température, de lumière et de salinité pour la culture d'espèces de microalgues sélectionnées (Hoff et Snell, 2008).

Les dynamiques de population

Des cellules d'algues provenant d'une culture de démarrage sont inoculées dans un plus grand volume d'eau traitée et enrichie pour atteindre une faible densité initiale d'environ 30 à 100 cellules/l. Pendant les 2 à 3 premiers jours, les cellules s'acclimatent au nouveau milieu, se développent et commencent la division cellulaire. Cette phase, appelée phase de latence, varie en longueur en fonction de la quantité d'inoculum utilisée (densité cellulaire initiale), des espèces d'algues (taux de division inhérent), de l'irradiance et de la température (Fig. 2). Une fois acclimatées, les cellules algales se divisent à un rythme accéléré, et la population augmente de façon logarithmique, cette phase de croissance exponentielle dure 4 jours ou plus. Les cellules sont généralement récoltées pour l'alimentation au cours de cette phase. La phase de croissance exponentielle est suivie par la phase stationnaire, lorsque la division cellulaire diminue et qu'il n'y a plus d'augmentation de la densité cellulaire. Cette diminution de la croissance est le résultat de changements dans la concentration de nutriments, d'une auto-ombrage (une densité cellulaire élevée réduit la quantité de lumière disponible pour les cellules d'algues) et de changements dans le milieu de culture, tels que l'augmentation du pH et l'accumulation de métabolisme déchets ou substances appelées auto-inhibiteurs qui sont sécrétés par certaines espèces (principalement des diatomées). Au fur et à mesure que la culture vieillit, la phase stationnaire est suivie d'une phase sénescente au cours de laquelle la densité de la culture diminuera.

Les algues en phase stationnaire ne doivent pas être utilisées pour la larviculture car bien que les algues puissent être nutritives, à mesure qu'elles meurent, les cellules se rompent et les bactéries peuvent proliférer (y compris certaines bactéries pathogènes telles que Vibrio spp.). Le cultivateur avisé sait que la frontière entre l'alimentation des larves et leur empoisonnement peut devenir floue à mesure que les cultures d'algues vieillissent.

L'environnement culturel

Lors de la conception d'un système de production de microalgues, déterminez quelle espèce est la plus appropriée pour l'utilisation prévue (par exemple, la taille et les caractéristiques nutritionnelles). Tenez également compte du rendement, des coûts d'exploitation et de la fiabilité. La culture de microalgues est l'aspect le plus coûteux et le plus techniquement difficile de toutes les opérations d'écloserie. Le coût de production d'aliments pour microalgues varie de 100 $ à 400 $ par kilogramme sec (45 $ à 180 $ par livre) de biomasse de microalgues (Wikfors, 2000). La culture d'algues représente environ 40 pour cent du coût de l'élevage de graines de bivalves jusqu'à une longueur de coquille de 5 mm dans une écloserie terrestre (Ukeles, 1980).

Les écloseries utilisent soit une culture intérieure intensive avec un éclairage artificiel, soit une culture extérieure extensive dans de grands réservoirs, des raceways ou des étangs avec un éclairage naturel. Certaines écloseries utilisent une combinaison des deux. Les systèmes intérieurs intensifs sont coûteux et demandent beaucoup de travail, mais ils sont plus fiables et plus productifs (par rapport aux besoins en espace) que les systèmes extérieurs. Les étangs ouverts et les raceways sont également plus sujets à la contamination biologique ou à d'autres problèmes de qualité de l'eau. Comme on peut l'imaginer, le potentiel de « crash de culture » ​​augmente à mesure que le degré de contrôle des facteurs environnementaux tels que la température, l'éclairage, la disponibilité des nutriments, le pH et la contamination potentielle diminue.

La valeur nutritionnelle des algues est affectée par l'âge de la culture et la phase de croissance, les caractéristiques et l'intensité de la lumière, la limitation et la source des nutriments et la densité cellulaire (Depauw et Persoone, 1988). Qu'elle soit intensive ou extensive, la culture de microalgues nécessite de l'eau filtrée et traitée, des nutriments, une source de lumière, une aération et un mélange, un contrôle de la température/salinité, un contrôle du pH et un inoculum de haute qualité pour assurer un rendement satisfaisant (Fig. 3).

Eau filtrée et traitée

Le prétraitement de l'eau, qu'elle soit salée ou douce, est l'une des étapes les plus importantes d'une culture de microalgues réussie. L'eau de culture doit être exempte de matières en suspension, de plancton (par exemple, protozoaires, ciliés et autres espèces d'algues), de bactéries, de concentrations inacceptablement élevées de composés organiques dissous (COD), de métaux dissous et de pesticides.

Le prétraitement comprend généralement la filtration mécanique et chimique, la stérilisation ou la désinfection et l'enrichissement en nutriments. Le choix du traitement doit être basé sur les espèces cultivées, les besoins en volume et le coût.

Filtration mécanique. La filtration mécanique élimine les matières en suspension, le plancton et les bactéries et est généralement utilisée avec les autres formes de traitement décrites ci-dessous. Le type de filtration mécanique utilisé dépend de l'état de l'eau entrante et du volume d'eau à traiter. Un filtre mécanique se compose généralement d'une série de filtres qui éliminent les particules de plus en plus petites : filtres à sable ou sacs filtrants en polyester (20 à 35 µm), suivis de filtres à cartouche (10, 5, 1 µm) ou à diatomées. filtres de terre (DE). De petits volumes d'eau de mer peuvent être filtrés pour éliminer les bactéries à l'aide de filtres à cartouche à membrane de 0,22 ou 0,45 µm.

Filtration chimique. Les composés inorganiques et organiques dissous (COD), les métaux, les pesticides et autres contaminants peuvent empêcher ou retarder la croissance des microalgues, bien que leur détection puisse être compliquée et coûteuse. La filtration au charbon actif (charbon) est utile pour réduire le COD, tandis que les résines de déionisation sont efficaces pour éliminer les métaux et les hydrocarbures.

Stérilisation thermique. L'eau de mer préfiltrée peut être stérilisée par autoclavage à 1,06 kg/cm2 pendant 20 minutes. L'autoclavage est le plus approprié pour les petits volumes, tandis que la pasteurisation discontinue ou continue à 65 à 70 °C est utilisée pour les gros volumes. La pasteurisation à 50 °C pendant 8 à 10 heures est également efficace, un chauffe-eau vitré ou un chauffe-eau submergé de 500 à 1 000 W peut être utilisé. La stérilisation par micro-ondes est utile pour de petits volumes d'eau de mer pré-filtrée (1 à 5 µm pendant 8 à 10 minutes pour 1 à 1,5 L en utilisant une unité de 700 W). Les nutriments peuvent être ajoutés avant le passage au micro-ondes puisque la température ne dépassera pas 84 °C (181 °F) (Hoff, 1996). Bellows et Guillard ont montré que l'utilisation d'un micro-ondes de 1,2 pi3, 700 W à haute puissance tuerait efficacement les microalgues en 5 minutes, les bactéries en 8 minutes et les champignons en 10 minutes dans un volume de 1,5 L d'eau de mer filtrée (et non filtrée) ( Tableau 3).

Stérilisation chimique. La chloration est la méthode de stérilisation chimique la plus simple et la plus courante pour des volumes de culture d'au moins 4 L. L'eau de mer préfiltrée peut être stérilisée avec une solution d'hypochlorite de sodium à 2,5 mg/L de chlore libre en ajoutant 1 à 5 mL d'eau de Javel (5 % hypochlorite de sodium) par litre d'eau de mer. Le chlore granulaire pour piscine est également efficace. Une dose de 1 once (28 g) à 500 gallons (1 875 L) donne une concentration de chlore similaire à celle de l'eau de Javel liquide. La stérilisation se produit dans un court laps de temps, généralement de 10 à 30 minutes, bien que de nombreux éleveurs suggèrent un temps plus long (12 heures ou toute la nuit) pour une marge de sécurité. Avant utilisation, neutralisez le chlore résiduel en ajoutant un excès de solution de thiosulfate de sodium (Na2S2O3 · 5H2O). Si 250 g de thiosulfate de sodium sont dissous dans 1 litre d'eau, alors 1 mL de la solution de thiosulfate de sodium ajouté pour 4 mL d'eau de Javel utilisée est suffisant pour éliminer le chlore résiduel (déchloration). Des kits de test de chlore de piscine courants peuvent être utilisés pour déterminer la présence de chlore résiduel, mais ils ne donnent pas une mesure précise de la concentration de chlore en pratique générale, une solution supplémentaire de thiosulfate de sodium doit être ajoutée s'il y a une indication de chlore résiduel.

Résumé des types de stérilisation à la chaleur, des méthodes efficaces, de l'application et des limites (Kawachi et Noël, 2005)

Rayonnement ultraviolet (UV) et ozone (O3) désinfection. Les UV ou l'ozone peuvent être utilisés pour désinfecter l'eau de culture, bien que les deux soient plus efficaces une fois que la filtration mécanique a éliminé les particules en suspension. Il convient de noter que la « stérilisation » est définie comme la destruction absolue de tous les organismes microbiens (y compris les spores bactériennes), tandis que la « désinfection » n'élimine pas tous les microbes mais réduit leur nombre à un niveau où le risque d'infection est suffisamment faible pour être acceptable.

Les UV sont les plus courants des deux, en grande partie parce qu'ils ne laissent pas de concentrations de sous-produits dangereux. L'ozone à des niveaux élevés peut produire des chloramines, qui sont toxiques pour les animaux marins. L'ozone libéré dans l'air peut constituer un danger pour la sécurité (si vous pouvez sentir une légère odeur de chlore, de l'ozone résiduel est présent et peut être dangereux pour votre santé).

L'ozone est un agent oxydant puissant qui est particulièrement efficace pour éliminer les matières organiques dissoutes, les pesticides, les colorants et les nitrates. Il est très instable et revient rapidement à O2, mais il est également très corrosif et doit être manipulé avec des matériaux spéciaux. Les générateurs d'ozone en ligne sont les plus courants et ont généralement des moniteurs/contrôles pour fournir un niveau d'ozone adéquat tout en évitant l'accumulation de résidus. Cependant, en raison du risque d'introduction d'eau ozonée dans le système d'élevage, ainsi que des problèmes de sécurité pour le personnel du couvoir, l'ozone n'est pas recommandé pour les opérateurs qui manquent d'expérience et d'équipement de surveillance pour gérer correctement les niveaux d'ozone.

Le rayonnement ultraviolet (énergie germicide) est un moyen efficace, simple et fiable de tuer les micro-organismes dans l'eau de culture. Avec une exposition appropriée dans de l'eau claire, la lumière ultraviolette tue un micro-organisme en pénétrant sa paroi cellulaire et en détruisant sa matière nucléaire. Les ampoules UV à vapeur de mercure basse pression sont les mieux adaptées à la désinfection car leur longueur d'onde spectrale (254 nm) est proche de la longueur d'onde germicide la plus efficace (265 nm). Cependant, le pouvoir destructeur des UV est affecté par la turbidité/coloration de l'eau entrante, la distance de la source, le temps d'exposition (débit), l'espèce et l'âge de l'ampoule (certaines lampes vieillissent rapidement, perdant jusqu'à 40 pour cent de leur puissance après 6 mois). Les dosages minimaux varient considérablement pour différents micro-organismes : 15 000 ?watt-sec/cm 2 pour la plupart des bactéries, 22 000 ?watt-sec/cm 2 pour les algues d'origine hydrique, 35 000 ?watt-sec/cm 2 pour les bactéries/virus, 100 000 ?watt -sec/cm 2 pour les protozoaires, et jusqu'à 330 000 ?watt-sec/cm 2 pour Aspergillus niger (moisissure) (Depauw et Persoone, 1988).

La puissance et le débit sont les facteurs les plus importants dans la réalisation de la stérilisation UV, plus le débit est lent, plus le taux de destruction est élevé pour une puissance d'ampoule donnée (Escobal, 1993). Par exemple, une ampoule à vapeur de mercure de 40 watts avec un débit de 500 gallons par heure dans un tuyau de 2 pouces de diamètre fournira environ 11 530 ?watt-sec/cm2. Augmenter le diamètre du tuyau à 3 pouces (réduisant ainsi le débit) augmentera le dosage à 17 530 ?watt-sec/cm2 en réduisant le débit de moitié dans ce tuyau de 3 pouces augmente encore le dosage à 34 340 ?watt-sec/cm 2 (Hoff et al., 2008).

Enrichissement en nutriments

L'objectif de la culture de microalgues est d'obtenir les densités cellulaires les plus élevées dans les plus brefs délais, et les concentrations naturelles de nutriments dans l'eau douce et l'eau de mer sont généralement insuffisantes pour soutenir des rendements élevés en algues. Bien que les oligo-éléments soient généralement présents en quantité suffisante, les macronutriments sont rares (généralement du phosphore dans l'eau douce et du nitrate dans l'eau salée). Plusieurs milieux d'enrichissement en nutriments contenant de l'extrait de sol, des nitrates, du phosphore, des oligo-éléments et des vitamines ont été décrits pour l'eau douce et l'eau salée (Creswell, 1993).Parmi les formulations de milieux nutritifs utilisées pour la culture de microalgues marines dans les laboratoires et les écloseries, le milieu F/2 de Guillard et Ryther est le plus largement utilisé, et une solution pré-mélangée est disponible auprès de divers fournisseurs (tableau 4). Il existe des dizaines de recettes de milieux de culture, dont beaucoup ont été formulées spécifiquement pour certains types/espèces de microalgues et de cyanobactéries. Une bonne référence est Algal Culturing Techniques, édité par R. A. Anderson. Le tableau 5 répertorie les services qui ont des recettes de milieu de culture sur leurs sites Web.

Les milieux F/2 de Guillard utilisés pour la culture de microalgues marines (Guillard, 1975).

Principales collections de culture de service avec des recettes de milieu culturel sur leurs sites Web (Anderson, 2005).

Source de lumière

La lumière est la source d'énergie qui stimule la photosynthèse pour convertir les nutriments en biomasse algale. La profondeur de culture maximale et la densité cellulaire sont les principales variables régulant l'utilisation efficace de la lumière (Richmond et al., 1980). L'intensité lumineuse, les caractéristiques spectrales et la photopériode sont les composantes d'un régime d'éclairage. Les installations intérieures de microalgues utilisent généralement des ampoules fluorescentes « blanc froid » (2 500 lux), tandis que les systèmes extérieurs et les serres utilisent la lumière du soleil ambiante en combinaison avec des ampoules fluorescentes ou aux halogénures métalliques pour fournir un éclairage nocturne. Les caractéristiques spectrales des ampoules « blanc froid » ne sont pas idéales pour les ampoules à production intensive de microalgues avec des longueurs d'onde rouges et bleues améliorées (Gro-LuxTM) qui permettent des rendements plus élevés. L'âge de l'ampoule est également important, car les caractéristiques spectrales et la luminosité changent au fil du temps, les ampoules doivent être remplacées au moins une fois par an.

Une irradiation de 2 500 à 5 000 lux (250 à 500 pieds-bougies) est optimale pour la photosynthèse des microalgues, avec un maximum de 10 000 lux (Escobal, 1993). Guillard (1975) a recommandé 3 500 et 4 500 lux pour la culture du stock de Thalassiosira pseudonana sous un éclairage continu et 14 heures par jour, respectivement. Dans les installations intérieures, les bulbes doivent être à 6 à 10 pouces des cultures mères si possible, les ballasts doivent être à l'extérieur de la salle de culture pour aider à maintenir le contrôle de la température.

Les récipients de culture à éclairage interne sont coûteux à construire mais peu coûteux à exploiter. Le montage des lampes à l'intérieur d'un cylindre en verre ou en plastique transparent à l'intérieur de la cuve de culture réduit la distance que la lumière doit parcourir pour pénétrer dans la culture. Les cylindres de culture avec des lumières montées à l'intérieur produisent généralement autant que les cultures avec trois fois le volume.

Les lampes aux halogénures métalliques (750 à 1 000 W) sont généralement utilisées pour éclairer les grandes cultures (1 800 litres ou plus), et comme elles génèrent une chaleur considérable, elles doivent être placées à au moins 12 pouces au-dessus de la surface dans des serres ouvertes et bien ventilées. Si la lumière naturelle est utilisée pour les cultures à grand volume dans les serres, il est préférable d'utiliser le soleil du matin, avec 40 pour cent de toile d'ombrage sur le côté ouest du bâtiment et 60 pour cent de toile d'ombrage au milieu d'un bâtiment orienté nord-sud, en particulier en été.

Bien que la plupart des luxmètres commerciaux mesurent le « lux », de nombreuses références dans la littérature relatives aux besoins en lumière pour la culture du phytoplancton préfèrent exprimer l'irradiance optimale en termes de « radiation photosynthétiquement active » (PAR), qui est exprimée en ?mol photons · s -1 · m -2 , rayonnement dans des longueurs d'onde de 400 à 700 nm. La conversion des valeurs de lux en PAR dépend du type de lampe et de ses caractéristiques spectrales. Multipliez lux par les conversions suivantes pour PAR :

  • incandescent = 0,019
  • halogénure métallique = 0,014
  • blanc froid fluorescent = 0,013
  • lumière du jour fluorescente = 0,014
  • GRO fluorescent = 0,029
  • ensoleillement par temps clair = 0,018

La lumière artificielle est généralement préférée à la lumière du soleil. Avec la lumière du soleil, la durée et l'intensité ne sont pas facilement contrôlables, ce qui peut provoquer une surchauffe, une irradiance insuffisante ou une photoinhibition si la lumière est trop intense pendant trop longtemps (Escobal, 1993). L'éclairage artificiel peut être contrôlé avec une simple minuterie ou un moniteur de lumière et doit être réglé pour un minimum de 16:8 heures de lumière/obscurité par jour (minimum) à 24 heures d'éclairage (maximum) pour les cultures en intérieur. Bien que l'éclairage artificiel puisse être contrôlé avec précision en termes de qualité et de quantité, il est coûteux et représente près de 95 pour cent du coût de la culture des microalgues (Muller-Feuga et al., 2003).

Contrôle de la température

Parce que la plupart des espèces de microalgues préférées par les cultivateurs sont tropicales/subtropicales, la plupart des souches poussent mieux à des températures allant de 16 à 27 °C (60 à 80 °F). L'optimum est d'environ 24 °C (75 °F). Ukeles (1976) a comparé la réponse de croissance de plusieurs espèces de microalgues à la température (tableau 6). La température optimale de croissance varie selon les espèces et, dans une certaine mesure, est un facteur complexe qui dépend d'autres conditions environnementales. Les cultures doivent être maintenues à la température la plus basse compatible avec un bon rendement pour éviter d'encourager la croissance bactérienne. Lors de l'examen des caractéristiques de température d'une salle de culture fermée, il convient de prendre en compte : 1) la taille de la pièce, 2) les sources de chaleur (telles que les lumières et les ballasts) et 3) le volume et la température de l'air pompé dans les cuves de culture.

Réponse de croissance de différentes espèces de microalgues à différentes températures (°C). Les taux de croissance sont relatifs aux performances d'un témoin cultivé à 20,5 °C (Ukeles, 1976).

Aération et mélange

L'aération est importante pour la culture des microalgues car : 1) l'air est une source de carbone (issu du CO2) pour la photosynthèse 2) CO2 fournit une stabilisation essentielle du pH et 3) le mélange physique de la culture maintient les nutriments et les cellules uniformément répartis, réduit l'auto-ombrage et/ou la photoinhibition (une diminution de la photosynthèse due à un excès de lumière) et évite la stratification thermique dans les systèmes extérieurs. Les diffuseurs d'air (pierres à air) créent de petites bulles qui maximisent l'oxygène/CO2 transfert, et ils sont fréquemment utilisés pour les cultures de petits volumes. Dans les récipients de culture plus grands, les fines bulles des diffuseurs d'air créent un spray et une mousse qui peuvent favoriser la croissance bactérienne. Les alternatives courantes pour mélanger des cultures de plus grand volume comprennent les pompes à jet, les roues à aubes, la recirculation continue et les pompes à air (Persoone et al., 1980).

Dioxyde de carbone (CO2) contrôle de la source et du pH

Le dioxyde de carbone joue un double rôle dans la culture des microalgues. Il fournit une source de carbone pour soutenir la photosynthèse et aide à maintenir le pH à des niveaux optimaux (7,5 à 8,2 pour les espèces marines). À mesure que la densité de culture augmente, plus de carbone est consommé par la photosynthèse, ce qui réduit le CO2 concentration et faire monter le pH. À environ pH 10, certains nutriments précipiteront, la croissance des algues sera retardée et la culture pourrait s'effondrer complètement. Ceci peut être évité si le pH est maintenu en introduisant du CO2 dans le système de distribution d'air. Cela peut être fait manuellement (pendant que les cultures sont illuminées), puisé par intermittence à l'aide d'une minuterie et d'une électrovanne, ou, plus efficacement, à l'aide d'un moniteur/contrôleur de pH.

Inoculum

La plupart des écloseries cultiveront plusieurs espèces de microalgues pour fournir des aliments vivants de différentes tailles et caractéristiques nutritionnelles, selon l'animal cultivé et son stade de vie. Le protocole de culture pour chaque espèce sera dicté par les caractéristiques des microalgues (par exemple, le taux de croissance et les exigences environnementales), les rendements de récolte et les exigences d'utilisation.

Maintien et transfert des cultures de base et de démarrage

Des stocks de cultures monospécifiques (uni-algues) peuvent être obtenus en collectant des espèces locales, en les séparant par taille (filtration) ou densité (centrifugation), et en ensemençant des plaques de gélose contenant des milieux d'enrichissement. À partir de ces cultures d'algues multi-espèces, des colonies individuelles sont sélectionnées au moyen de stries de gélose, d'isolement par micropipette, de dilution liquide ou de trieurs cellulaires par cytomètre de flux (Fulks et Main, 1991). La culture d'algues dans de l'eau de mer hautement filtrée, autoclavée et enrichie en présence d'antibiotiques permet d'isoler des cultures pures (axéniques) exemptes de bactéries et de protozoaires. Cependant, l'isolement et le criblage des espèces locales sont laborieux et des cultures monospécifiques de la plupart des espèces de microalgues utilisées pour l'aquaculture sont facilement disponibles auprès des laboratoires de recherche, des écloseries commerciales et des vendeurs.

Les cultures mères sont conservées dans des milieux d'entretien spécialisés, qui peuvent être de l'eau de mer enrichie ou des plaques de gélose enrichies en nutriments ou des plaques inclinées, dans des conditions étroitement contrôlées de température et d'éclairage. Une zone ou une pièce spéciale à température contrôlée adjacente à la salle de culture d'algues est généralement réservée à cet effet.

Les cultures mères servent d'inoculums pour la production en grand volume de phytoplancton utilisé pour la récolte ou l'alimentation. Les cultures mères contenant des milieux stériles autoclavés sont conservées dans de petits récipients transparents autoclavables tels que des tubes à essai de 25 ml ou des flacons coniques à fond plat en verre borosilicaté de 250 à 500 ml munis de bouchons en coton au col (ou en polyéthylène les béchers peuvent servir de bouchons). Ils sont également maintenus dans un milieu gélosé à l'eau de mer imprégné de nutriments appropriés dans des boîtes de Pétri ou sur des pentes dans des tubes à essai. Tous les efforts doivent être faits pour ne pas contaminer les cultures mères et de démarrage avec des micro-organismes concurrents. Pour minimiser la contamination potentielle, une hotte de transfert de culture fermée équipée d'un bec Bunsen et de lampes UV doit être utilisée (une hotte à flux laminaire est préférable si disponible) (Fig. 4).

Les procédures stériles décrites ci-dessous doivent être suivies.

  1. Essuyez toutes les surfaces intérieures de la hotte d'inoculation et les surfaces de travail avec de l'éthanol à 70 pour cent.
  2. Placer tous les flacons qui seront utilisés dans la hotte, y compris les flacons à transférer (le flacon de transfert) et les flacons contenant des milieux stérilisés qui seront inoculés sous la hotte de transfert de culture.
  3. Irradier les flacons à ensemencer avec une lampe à ultraviolets pendant au moins 20 minutes. Assurez-vous que la cagoule a un couvercle sombre sur la vitre (le rayonnement UV peut endommager les yeux).
  4. Éteignez la lampe UV, allumez un petit bec Bunsen, retirez les bouchons d'un flacon de transfert et d'un nouveau flacon et flambez le col de chaque flacon en tournant lentement le col à travers la flamme.
  5. Incliner le col du flacon de transfert vers le nouveau flacon. En un seul mouvement, retirer les deux bouchons et verser un inoculum dans le nouveau flacon. Transférer environ 50 ml pour les espèces de diatomées et 100 ml pour les flagellés. Évitez de toucher les cols des deux flacons. Ne jamais toucher la partie du bouchon qui est insérée dans le flacon. Une fois l'inoculum ajouté, replacer le bouchon dans le ballon de transfert. Flammer lentement le col du nouveau flacon avant de remettre son bouchon en place.
  6. Replacez le capuchon sur le col du nouveau flacon et utilisez un marqueur étanche pour étiqueter le nouveau flacon avec les espèces d'algues inoculées et la date de transfert.
  7. Une fois toutes les inoculations terminées, éteignez le brûleur et transférez tous les nouveaux flacons dans un incubateur d'algues ou dans une zone bien éclairée de l'installation de culture d'algues. L'inoculum restant dans les flacons de transfert peut être utilisé pour inoculer des cultures plus grandes telles que des flacons de 4 L ou des bonbonnes.
  8. Les tubes à essai, flacons, bouchons et/ou capsules vides doivent être retirés, soigneusement lavés et stérilisés ou jetés.
  9. Retirez tous les matériaux de la zone de travail et essuyez la surface avec de l'éthanol à 70 %.

Si vous transférez des cultures liquides à l'aide de pipettes Pasteur en verre, suivez ces étapes (Kawachi et Noel, 2005) :

  1. Approchez le boîtier de la pipette (utilisé pour stériliser les pipettes) du bec Bunsen, bouchon retiré, et secouez-le doucement pour qu'une pipette soit extrudée à quelques centimètres de l'ouverture du boîtier.
  2. Retirez délicatement la pipette de la cartouche afin que son embout n'entre pas en contact avec l'ouverture de la cartouche.
  3. Replacez le couvercle de la cartouche. Placez la poire de la pipette à côté du bec Bunsen et nettoyez l'intérieur avec de l'éthanol à 70 pour cent.
  4. Placer l'ampoule sur la pipette, ramasser le récipient de culture cellulaire et flamber à un angle d'au moins 45 degrés.
  5. Retirez le récipient du feu, insérez la pointe de la pipette dans le liquide en faisant attention de ne pas toucher les parois du récipient et prélevez la quantité d'inoculum souhaitée en contrôlant la pression de la poire.
  6. Retirer la pipette en l'orientant dans une position presque horizontale, reflammer l'embouchure du récipient, et remettre le capuchon ou le bouchon.
  7. En utilisant la même procédure, ouvrez le nouveau récipient, flambez l'ouverture et insérez la pipette dans le nouveau récipient sans toucher la bouche.
  8. Déchargez lentement la suspension cellulaire, retirez la pipette, flambez l'embouchure du récipient et remettez le capuchon.
  9. Retirez la poire de la pipette et placez la pipette usagée dans un récipient à jeter à jeter ou à réutiliser. Nettoyez l'ampoule avec de l'éthanol à 70 pour cent pour la réutiliser.
  10. Une fois tous les transferts terminés, éteignez le bec Bunsen, retirez tous les matériaux de la zone de travail et essuyez la surface avec de l'éthanol à 70 %.

Culture progressive par lots

Les quantités de cellules d'algues nécessaires à l'alimentation des larves de mollusques et d'autres zooplanctons sont produites par un processus appelé culture discontinue progressive (transfert de petits volumes de cultures d'inoculum concentré dans de plus grands volumes d'eau traitée et enrichie). A partir de cellules issues d'un stock de culture axénique (tubes à essai), les microalgues sont cultivées en milieu enrichi à travers une série de cuves de culture de volume croissant (Fig. 5). Les algues cultivées dans chaque récipient de culture servent d'inoculum pour le récipient suivant plus grand, jusqu'à ce que la quantité de cellules nécessaires à l'alimentation soit atteinte. Il s'agit d'une série typique pour la production à grande échelle :

  1. Des tubes à essai de 25 ml (culture mère de 10 ml) inoculent….
  2. Des flacons de 500 mL (culture starter de 250 mL) inoculent….
  3. Des flacons de 2,8 à 4 litres (culture de 1 000 ml) inoculent….
  4. Des bonbonnes de 20 litres (culture de 16 litres) inoculent….
  5. Des cylindres de 250 litres (culture de 180 litres) inoculent….
  6. Des cuves de 12 000 litres (culture de 10 000 litres) inoculent….

Les cultures de démarrage sont utilisées pour ensemencer des « cultures intermédiaires » (2 à 25 L), qui sont utilisées pour ensemencer des cultures de volume encore plus important pour la production finale avant la récolte et l'alimentation. Semblable aux cultures mères, les cultures de démarrage peuvent être cultivées dans des flacons de 500 ml avec 250 ml de milieu stérile environ 50 ml de la culture de démarrage sont transférés dans des flacons de volume similaire pour maintenir la ligne, tandis que les 200 ml restants sont utilisés pour ensemencer la culture intermédiaire conteneurs (généralement des flacons de 4 L aux bonbonnes de 20 L) (Fig. 6).

Les procédures de maintien des cultures de démarrage sont presque identiques à celles décrites ci-dessus pour les cultures mères. Une lignée de ferments lactiques est établie à l'origine à partir de la culture mère de l'espèce recherchée. Ils sont cultivés à 18 à 22 °C à une distance de 15 à 20 cm à partir de lampes fluorescentes de 65 ou 80 W, donnant un niveau d'éclairement à la surface de culture de 4 750 à 5 250 1 ux. Les cultures de petit volume (des tubes à essai aux flacons de 1 L) sont généralement secouées manuellement quotidiennement pour faciliter les échanges gazeux et le mélange. L'aération est requise pour les flacons de 2 L et les volumes plus importants, et des filtres en ligne sur le tube de distribution sont nécessaires pour empêcher les contaminants qui peuvent être introduits par l'aération. Les ferments lactiques sont généralement aérés avec un air/CO2 mélange pour maintenir un pH satisfaisant et fournir du carbone supplémentaire pour la photosynthèse. Lorsque le CO2 est utilisé, le pH est généralement maintenu entre 7,5 et 8,5.

Les cultures mères sont cultivées pendant des périodes variables avant l'inoculation dans des flacons de 500 ml. Pour les espèces de diatomées cette période est de 3 à 5 jours pour la majorité des flagellés elle est de 7 à 14 jours. Lorsqu'elles sont prêtes à l'emploi, 20 à 50 ml de culture de démarrage (selon l'espèce et la densité cellulaire) sont transférés dans une nouvelle culture de 250 ml pour maintenir la ligne de culture de démarrage. Le reste est utilisé comme inoculum pour les cultures plus grandes (généralement 1 000 ml dans des flacons de 2,8 à 4 L) à cultiver pour l'alimentation ou comme étape intermédiaire dans la culture à grande échelle, où ils sont utilisés comme inoculum pendant 20 à 40 ans. L cultures. Pour maintenir des cultures de haute qualité, les transferts doivent être effectués pendant la phase de croissance exponentielle, avec un inoculum d'au moins 10 à 20 pour cent du volume total ou une concentration initiale d'environ 105 cellules/mL, pour favoriser une croissance rapide de la population.

Tout au long du processus de mise à l'échelle, la contamination est une menace constante et la propreté et le souci du détail sont essentiels. Les contaminants peuvent être chimiques ou biologiques et ils peuvent provenir d'une ou de plusieurs sources. Un contaminant chimique courant est le chlore résiduel du processus de stérilisation, tandis que les contaminants biologiques peuvent inclure : 1) des niveaux excessifs de bactéries (indiqués par de l'eau trouble), 2) des protozoaires ou des rotifères (l'eau de culture change de couleur et s'éclaircit), 3) des microalgues concurrentes (changement de couleur ou croûte attachée aux parois des cuves de culture) et 4) macroalgues (fils verts ou bruns attachés aux parois des cuves de culture). L'identification des contaminants bactériens et microalgues nécessite généralement un grossissement de 100X à 400X, tandis que la contamination par les protozoaires peut être observée sous un grossissement de 15X à 40X (Hoff et Snell, 2008). Les sources possibles de contamination sont illustrées à la figure 7.

Estimation de la densité algale

L'estimation de la densité des algues fait partie intégrante de tout système de production d'algues. La biomasse algale est le critère utilisé pour déterminer quand transférer l'inoculum par dilution en série vers des cultures de plus grand volume et pour déterminer les volumes de récolte des cultures en production. Pour les cultures mères et de démarrage, la mesure la plus précise de la densité cellulaire peut être effectuée à l'aide d'une lame Palmer-Maloney ou d'un hématimètre.

La chambre du toboggan Palmer-Maloney est sans règles et est circulaire. Il mesure 17,9 mm de diamètre, 400 µm de profondeur et a une superficie de 250 mm 2 , pour un volume total de 0,1 mL. Même de très petites microalgues à de faibles concentrations (10 par ml) peuvent être détectées. Les hématimètres sont des lames de verre épaisses avec deux chambres sur la surface supérieure, chacune mesurant 1,0 x 1,0 mm. Une lamelle spéciale est placée sur ces deux chambres, donnant une profondeur de 0,1 mm et un volume total dans chaque chambre de 0,1 mm 3 . La base de chaque chambre est marquée par une grille pour aider à compter les cellules dans la zone (Fig. 8). Avant de compter les espèces d'algues mobiles, une ou deux gouttes de formol à 10 pour cent doivent être ajoutées à un échantillon de 10 à 20 ml de la culture à compter. Avec la lamelle en position, une ou deux gouttes de l'échantillon d'algues sont introduites au moyen d'une pipette Pasteur pour remplir les deux chambres.

La grille centrale de chaque chambre est subdivisée en 25 carrés, chacun mesurant 0,2 x 0,2 mm, ceux-ci sont ensuite subdivisés en 16 carrés (0,05 x 0,05 mm). Par conséquent, le volume de chaque grille est de 0,2 x 0,2 x 0,1 mm = 0,004 mm 3 . Pour déterminer la densité cellulaire :

  • Comptez le nombre de cellules dans dix grilles de 0,2 x 0,2 mm sélectionnées au hasard et calculez la moyenne (par exemple, une moyenne de 42,5 cellules/grille).
  • Multipliez la moyenne (42,5 cellules) par 250 pour obtenir 10 625 cellules/mm 3 (0,004 mm 3 x 250 = 1 mm 3 ).
  • Puisqu'il y a 1 000 mm 3 dans 1 mL, multipliez la valeur de la deuxième étape par 1 000 pour obtenir des cellules/mL. 42,5 x 250 x 1 000 = 10 625 000 cellules/ml, 10,625 millions de cellules/ml (10,62 x 106).

Le compteur Coulter, maintenant appelé « multisizer », a été développé à l'origine pour compter les cellules sanguines. Les cellules d'algues traversent une petite ouverture (2 à 10 µm) et un léger courant électrique circule entre deux électrodes.Chaque fois qu'une cellule passe entre les électrodes, le courant est bloqué et la cellule est comptée. Les avantages du compteur Coulter sont sa précision et son efficacité, les inconvénients sont qu'il ne fait pas de distinction entre les cellules d'algues et les autres particules, la culture dense doit être diluée pour obtenir un comptage précis, et elles sont chères.

Pour les cultures plus importantes, un spectrophotomètre ou un fluoromètre qui mesure la chlorophylle ? contenu dans une culture d'algues peut être utilisé pour obtenir une approximation rapide de la densité cellulaire. Des graphiques comparant la densité cellulaire et les lectures sur l'un ou l'autre instrument doivent être préparés pour chaque espèce d'algue. Cependant, la chlorophylle ? le contenu dans une cellule algale n'est pas constant et varie avec l'état nutritionnel de la cellule. Cela affectera la précision des estimations de densité cellulaire dérivées avec ces instruments.

Un moyen peu coûteux d'estimer la densité des algues dans les grandes cultures consiste à utiliser un « disque de Secchi », une technique utilisée par les biologistes de terrain depuis des décennies. Une fois calibrés pour les espèces de microalgues en culture, les disques de Secchi peuvent fournir une estimation raisonnablement précise de la densité cellulaire des algues (Hoff et Snell, 2008).

Culture intermédiaire

Des volumes de culture intermédiaires, généralement des flacons de 4 L à des bonbonnes de 20 L, sont utilisés pour ensemencer des récipients plus grands, généralement des cylindres en fibre de verre translucides de 100 à 200 L ou des sacs en polyéthylène, ou même des réservoirs et des canalisations en fibre de verre plus grands. La complexité de l'opération de culture dépend du besoin en algues et des contraintes de coût. Le système de culture le plus simple peut n'être qu'une version agrandie des cultures de démarrage utilisant des flacons de 4 L ou des bonbonnes de 20 L. L'eau de mer stérile enrichie en nutriments avec un inoculum doit être aérée avec un mélange de 2 pour cent de CO2 transporté dans de l'air comprimé. L'éclairage pour la croissance de la culture est fourni par des lampes fluorescentes, généralement montées à l'extérieur des flacons de culture. Le nombre de lampes utilisées est déterminé par la hauteur et le diamètre des cuves de culture, dans le but de fournir 15 000 à 25 000 lux mesurés au centre du conteneur de culture vide. Deux lampes de 65 ou 80 W suffisent pour éclairer des flacons en verre de 3 L, d'environ 18 cm de diamètre, alors que cinq lampes de même puissance lumineuse sont nécessaires pour des bonbonnes de 20 L (Fig. 9).

Des cultures de 4 à 8 jours provenant de bonbonnes (20 L) sont utilisées pour ensemencer des cylindres en fibre de verre translucides de 200 L ou des sacs de culture en polyéthylène. Dans la plupart des cas, ces cultures de plus grand volume sont logées dans des serres et reçoivent de la lumière naturelle (un éclairage adéquat par des ampoules fluorescentes est généralement d'un coût prohibitif). Les récipients sont remplis d'eau de mer filtrée, irradiée aux UV et généralement chlorée/déchlorée, enrichie et inoculée. Chaque cylindre est soigneusement étiqueté pour documenter la date du processus de stérilisation, l'enrichissement et les espèces inoculées. Dans des conditions environnementales optimales, la culture sera récoltée en 4 jours ou utilisée pour ensemencer des cultures à grande échelle dans des bacs ou des étangs extérieurs. (Fig. 10).

Systèmes de culture discontinus, semi-continus et continus

Étant donné que la culture de microalgues produit des concentrations élevées de cellules, la plupart des laboratoires n'ont besoin que de petits volumes d'algues pour se nourrir. Ceux-ci peuvent être cultivés dans des conteneurs de 4 L ou des bonbonnes de 20 L en utilisant des protocoles de culture « batch ». Les écloseries commerciales, qui nécessitent des volumes d'algues beaucoup plus importants, utilisent souvent des systèmes de culture semi-continus ou continus.

Les cultures par lots sont inoculées avec les espèces souhaitées qui se développeront rapidement dans des conditions optimales jusqu'à ce que le taux de division cellulaire commence à décliner, indiquant la transition de la phase exponentielle à la phase stationnaire. À ce stade, la culture est complètement récoltée et le conteneur est lavé, rempli (avec du milieu stérilisé et enrichi) et ensemencé pour commencer une nouvelle culture. La culture par lots est généralement utilisée pour les espèces délicates ou pour les diatomées à croissance rapide. Bien que la culture par lots soit considérée comme la méthode de production la moins efficace, elle est prévisible et la contamination est moins probable que dans les cultures semi-continues qui restent en production pendant plusieurs récoltes. Parce que toute la culture est récoltée, le rendement par réservoir est inférieur à celui des systèmes semi-continus. Par conséquent, plus de réservoirs sont nécessaires pour le même niveau de production (Fulks et Main, 1991).

Les cultures semi-continues commencent à peu près de la même manière que les cultures par lots, mais au lieu de récolter tout le volume, 25 à 50 pour cent du volume sont récoltés au moment où la lumière est devenue un facteur limitant (phase exponentielle tardive). Le volume récolté est ensuite remplacé par du milieu de culture fraîchement préparé et les cellules d'algues restantes servent d'inoculum. Les cultures semi-continues se développent rapidement et peuvent être récoltées tous les 2 ou 3 jours. De cette façon, la durée de vie d'une culture peut être prolongée. Les cultures de certaines espèces plus résistantes, telles que Tetraselmis suecica, dureront 3 mois ou plus avec des récoltes de 25 à 50 pour cent du volume de la culture trois fois par semaine. La culture semi-continue est principalement utilisée avec des espèces de flagellés plus résistantes. Les cultures semi-continues peuvent être cultivées à l'intérieur ou à l'extérieur. Leur longévité est imprévisible, surtout à l'extérieur, car les compétiteurs, prédateurs, bactéries et/ou autres contaminants et métabolites s'accumulent et rendent la culture impropre (Guillard et Morton, 2003).

Droop (1975) définit la culture continue comme « des cultures à flux continu à l'état stable dans lesquelles le taux de croissance est régi par le taux d'apport du nutriment limitant ». Les systèmes de culture en continu sont délicatement équilibrés afin que les organismes de culture soient récoltés en continu et que le milieu enrichi en nutriments soit réapprovisionné en permanence, en fonction du taux de croissance (rendement durable) de la culture.

Afin de récolter les algues en continu à un niveau ajusté au taux de croissance spécifique maximal (phase exponentielle) de l'espèce cultivée, deux dispositifs de surveillance et de contrôle peuvent être utilisés : les chemostats et les turbidostats. Dans les deux cas, des milieux frais et stériles pénètrent dans la cuve de culture, déplaçant les vieux milieux et les cellules d'algues qui sont récoltées via un orifice de trop-plein. Les chimiostats agissent sur le principe des nutriments limités, donc si la concentration du nutriment limitant (par exemple, le nitrate) tombe en dessous d'un certain niveau, une quantité fixe de solution nutritive est ajoutée le taux de croissance des algues est régulé par le nutriment limitant, pas par la densité cellulaire, et le flux est continu (James et al., 1988). Les turbidostats ont des moniteurs photoélectriques reliés à des électrovannes qui contrôlent le retrait de la suspension d'algues et l'ajout de milieu frais en fonction de la densité cellulaire (en mesurant la turbidité) le débit n'est pas continu. Une variété de modèles mathématiques ont été développés qui, théoriquement, peuvent maximiser la production à partir de systèmes récoltés en continu (basés sur le taux de croissance des algues, le taux de dilution optimal et la concentration en nutriments), mais en pratique, les manipulations de la culture sont déterminées empiriquement après une série de plusieurs essais. (Sorgeloos et al., 1976 Laing et Jones, 1988 Landau, 1992).

Culture dans des sacs en polyéthylène

Les tubes en polyéthylène de gros calibre peuvent être coupés à une longueur appropriée et une extrémité scellée à chaud pour former un récipient de culture stérile et flexible qui est soit un cylindre soit un sac oblong (Baynes et al., 1979 Trotta, 1981). La conception du navire de culture est basée sur celle utilisée par SeaSalter Shellfish Company Ltd. (Farrar, 1975). Les conteneurs ainsi formés peuvent être renforcés en les soutenant dans un cadre en treillis d'acier plastifié (Fig. 11). Ou bien, les cylindres peuvent être suspendus, avec ou sans grillage de support latéral, si le diamètre du sac est inférieur à 30 cm et la hauteur inférieure à 200 cm.

La culture continue de microalgues dans des sacs en polyéthylène présente plusieurs avantages : 1) un conteneur scellé est moins susceptible d'être contaminé qu'un conteneur rigide avec un couvercle ou un couvercle ouvert 2) les sacs ne nécessitent pas d'entretien et de nettoyage quotidiens et 3) ils coûtent moins cher à installer et utiliser l'espace plus efficacement. Les sacs sont le moyen le moins coûteux de construire des récipients de culture à grande échelle. De tels conteneurs peuvent être utilisés à l'intérieur avec un éclairage artificiel ou à l'extérieur à la lumière naturelle. Les sacs en polyéthylène ont une durée de vie relativement courte car la surface interne attire les débris de culture et les bactéries qui réduisent la pénétration de la lumière et sont une source de contamination. A la fin d'un cycle de culture, il est nécessaire de remplacer le sac.

Les cultures en sac à grande échelle en extérieur sont souvent positionnées horizontalement pour maximiser la pénétration de la lumière solaire (Fig. 12). De tels systèmes à grand volume sont souvent utilisés pour induire des proliférations multi-espèces qui conviennent le mieux à l'alimentation des coquillages juvéniles dans les systèmes d'alevinage ou des coquillages adultes dans les systèmes de géniteurs, plutôt que pour la production en écloserie. La vitesse à laquelle une floraison se développe est liée à la composition des espèces, au volume et à la densité cellulaire de l'inoculum, à la quantité, à la qualité et à la durée des niveaux de nutriments légers et à la température.

Concentration de la biomasse algale

Dans la plupart des écloseries, les microalgues sont alimentées sous forme liquide directement dans les bassins d'élevage. Récemment, cependant, il y a eu un intérêt pour la concentration des algues pour réduire le volume d'eau de culture de microalgues (et les contaminants possibles) introduit dans les réservoirs de culture. L'utilisation de « pâte d'algues » ou de concentré a gagné en popularité car pendant les périodes de production excessive, le concentré réduit considérablement l'espace physique requis, peut être réfrigéré jusqu'à ce qu'il soit nécessaire et peut être dilué lorsqu'il est utilisé. Cependant, la qualité nutritionnelle des microalgues peut être préoccupante si le concentré est stocké pendant de longues périodes. Bien que ce concept ne soit pas nouveau en aquaculture (Barnabe, 1990), la pâte d'algues sous forme conservée ou fraîche est récemment devenue disponible dans le commerce.

Pour les récoltes à petite échelle, des tamis filtrants ou des filtres à cartouches (1 à 5 µm) sont efficaces. Les cellules concentrées sont lavées avec une quantité limitée d'eau puis utilisées, réfrigérées ou conservées (Hoff et Snell, 2008). La floculation chimique utilisant des agents organiques naturels tels que la gélatine, le chitosane et l'alginate de sodium peut être utilisée pour concentrer les microalgues afin d'alimenter les détritus benthiques et les crustacés. La centrifugation est utilisée pour concentrer les cultures de grand volume. Des centrifugeuses à flux continu (par exemple, Sharples PenwaltTM) sont utilisées pour concentrer les cultures de microalgues en pâte. La floculation chimique et la centrifugation se sont avérées appropriées en termes d'efficacité et de densité cellulaire lors de la préparation de concentrations pour les aliments aquacoles (Heasmann et al., 2000).

Systèmes avancés de production d'algues

Il existe plusieurs nouveaux systèmes de production de microalgues sur le marché, ils sont collectivement appelés « AAP » (Advanced Algal Production Systems) ou photobioréacteurs. Les systèmes de photobioréacteurs peuvent fournir des densités d'algues plus élevées, une utilisation plus efficace de l'espace (une empreinte plus petite), une production continue ou semi-continue, des cycles de production plus longs avec moins de contamination et des besoins en main-d'œuvre moindres (Ellis et Laidley, 2006). En général, trois types de systèmes sont en cours de production : 1) les photobioréacteurs tubulaires, 2) les photobioréacteurs à colonnes ou à cylindres, et 3) les photobioréacteurs à panneaux plats ou à plaques (Tredici et al., 2009).

Les systèmes de photobioréacteurs fermés présentent plusieurs avantages par rapport aux systèmes conventionnels de production de microalgues en bassin ou en étang. Pourtant, ils ont des limites, telles que la surchauffe, l'accumulation d'oxygène, l'encrassement biologique et la contrainte de cisaillement (Ellis et Laidley, 2006). Beaucoup de ces conceptions sont encore en cours d'évaluation, il est donc conseillé au lecteur de revoir les spécifications de ces systèmes, y compris les coûts d'achat et de construction, l'efficacité opérationnelle, l'application pratique à vos besoins de production, etc. (Anderson, 2005 Tredici, et al., 2009).


Biocarburants de deuxième génération : des microalgues à haute efficacité pour la production de biodiesel

L'utilisation de combustibles fossiles est maintenant largement acceptée comme non durable en raison de l'épuisement des ressources et de l'accumulation de gaz à effet de serre dans l'environnement qui ont déjà dépassé le seuil « dangereusement élevé » de 450 ppm de CO2-e. Pour atteindre la durabilité environnementale et économique, il faut des processus de production de carburant non seulement renouvelables, mais également capables de séquestrer le CO atmosphérique.2. Actuellement, presque toutes les sources d'énergie renouvelables (par exemple hydroélectrique, solaire, éolienne, marémotrice, géothermique) ciblent le marché de l'électricité, tandis que les combustibles représentent une part beaucoup plus importante de la demande énergétique mondiale (∼66%). Les biocarburants se développent donc rapidement. Les systèmes de microalgues de deuxième génération ont l'avantage de pouvoir produire une large gamme de matières premières pour la production de biodiesel, de bioéthanol, de biométhane et de biohydrogène. Le biodiesel est actuellement produit à partir d'huile synthétisée par des cultures énergétiques conventionnelles qui récoltent l'énergie du soleil et la stockent sous forme d'énergie chimique. Cela présente une voie pour la production de carburant renouvelable et neutre en carbone. Cependant, les approvisionnements actuels provenant des cultures oléagineuses et des graisses animales ne représentent qu'environ 0,3 % de la demande actuelle de carburants de transport. L'augmentation de la production de biocarburants sur les terres arables pourrait avoir de graves conséquences sur l'approvisionnement alimentaire mondial. En revanche, la production de biodiesel à partir d'algues est largement considérée comme l'un des moyens les plus efficaces de générer des biocarburants et semble également représenter la seule source renouvelable actuelle de pétrole qui pourrait répondre à la demande mondiale de carburants de transport. Les principaux avantages des systèmes de microalgues de deuxième génération sont qu'ils : (1) ont une efficacité de conversion de photons plus élevée (comme en témoigne l'augmentation des rendements de biomasse par hectare) : (2) peuvent être récoltés par lots presque toute l'année, fournissant un approvisionnement fiable et continu en pétrole : (3) Peut utiliser les flux d'eaux salées et usées, réduisant ainsi considérablement l'utilisation d'eau douce : (4) Peut coupler le CO2-production de carburant neutre avec du CO2 séquestration : (5) Produire des biocarburants non toxiques et hautement biodégradables. Les limitations actuelles existent principalement dans le processus de récolte et dans l'approvisionnement en CO2 pour une production à haut rendement. Cette revue donne un bref aperçu des systèmes de production de biodiesel de deuxième génération utilisant des microalgues.

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Construisez votre propre photobioréacteur

Ce projet tente de proposer une conception pour une chambre de croissance qui répondra aux exigences physiologiques des algues pour une croissance maximale.

L'objectif est de donner à l'étudiant l'opportunité d'utiliser une méthodologie scientifique pour tester la conception d'une conception de photobioréacteur.

  • Peut-on trouver une conception de photobioréacteur bon marché pour répondre aux besoins de croissance des algues ?
  • Quels types de sources lumineuses optimiseront la croissance des algues ?
  • Un pH approprié peut-il être maintenu dans le photobioréacteur ?
  • Un schéma de mélange peut-il être développé pour remuer les algues ?
  • Une température appropriée peut-elle être maintenue dans le réacteur ?
  • Peut-on trouver une source de nutriments appropriée pour les algues ?
  • La conception initiale du photobioréacteur peut-elle être améliorée ?

Les algues ont besoin de lumière du soleil, d'une source de carbone, de nutriments (azote ou silicium) et d'eau pour leur croissance. Ils bénéficient également de l'agitation.

Les algues ont besoin d'énergie lumineuse pour convertir le dioxyde de carbone en composés organiques nécessaires à leur croissance. S'ils sont exposés à la lumière directe du soleil, leur croissance peut être inhibée. Si un éclairage artificiel est utilisé, les tubes fluorescents émettant une lumière bleue ou rouge sont préférés. La lumière artificielle doit être disponible 18 heures par jour.

Le pH de l'eau dans laquelle poussent les algues doit être compris entre 7 et 9.

L'agitation est souhaitable afin que toutes les algues soient également exposées à la lumière et aux nutriments. Les algues doivent être agitées quotidiennement. Cependant, toutes les algues ne peuvent pas tolérer un mélange vigoureux.

La température de l'eau doit être comprise entre 20 et 24 °C. Des températures inférieures à 16 °C ralentissent la croissance, tandis que des températures supérieures à 35 °C sont mortelles pour les algues.

Un photobioréacteur est une chambre qui abrite et cultive des algues. Il maintient des conditions appropriées de lumière, de nutriments, d'air et de température pour la culture.

  • Le matériel nécessaire à la réalisation de ce projet est entièrement à la discrétion de l'étudiant. Un photobioréacteur très basique pourrait utiliser trois bouteilles d'un litre d'eau purifiée.
  1. Passez en revue les exigences de croissance des algues.
  2. Concevez un photobioréacteur peu coûteux qui accélérera la croissance des algues. Gardez à l'esprit ce qui suit :
  • La lumière ne doit pas être trop intense. Si les algues sont exposées à la lumière directe du soleil ou si elles sont trop proches d'une lumière artificielle, leur croissance peut être inhibée. Si vous optez pour la lumière artificielle, vous devez utiliser un tube fluorescent qui émet de la lumière bleue ou rouge. (Ce sont les parties les plus actives du spectre lumineux pour la photosynthèse.) La lumière devra être allumée au moins 18 heures par jour.
  • Une culture d'algues peut s'effondrer complètement si le pH tombe en dehors de la plage entre 7 et 9. Pendant la croissance des algues, le pH peut grimper à 9, ce qui peut être contrebalancé par l'ajout de dioxyde de carbone dans le réacteur.
  • Le mélange des algues garantit que toutes les cellules des algues sont exposées à la lumière et aux nutriments. Le mélange empêche également la formation de gradients de température dans les bioréacteurs extérieurs.
  • La plupart des souches d'algues préfèrent une plage de température comprise entre 20 et 24 °C, bien que des températures comprises entre 16 et 27 °C soient généralement tolérées. De nombreuses algues meurent à des températures supérieures à 35 °C.
  • Les algues ont besoin de nutriments pour une croissance optimale.
  1. Recueillez des algues dans une source naturelle comme un étang, un marais, un marécage, une piscine ou un bain d'oiseaux. Si vous ne parvenez pas à localiser une source naturelle, essayez une maison d'approvisionnement biologique/scientifique.
  2. Mesurez la quantité d'algues collectées.
  3. Introduire les algues dans le photobioréacteur.
  4. Mesurez la croissance des algues après deux semaines. Modifiez la conception du photobioréacteur au besoin en vue d'améliorer le rendement des algues.

Termes: Photosynthèse Algues Dioxyde de carbone Lumière pH Nutriments Photobioréacteur

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Intégration de la culture de microalgues à la dépollution des déchets industriels pour la production de biocarburants et de bioénergie : opportunités et limites

Il existe actuellement un regain d'intérêt pour le développement des microalgues en tant que source d'énergie renouvelable et de carburant.Les microalgues ont un grand potentiel en tant que source de biomasse pour la production d'énergie et de carburants liquides fongibles pour le transport. Cependant, les technologies requises pour la culture, la transformation et la conversion à grande échelle de la biomasse des microalgues en produits énergétiques sont sous-développées. Les microalgues offrent plusieurs avantages par rapport aux cultures traditionnelles de biocarburants de « première génération » comme le maïs : ils comprennent une productivité supérieure de la biomasse, la capacité de pousser sur des terres de mauvaise qualité impropres à l'agriculture et le potentiel de croissance durable en extrayant les macro et micronutriments des eaux usées et émissions des cheminées industrielles. Intégration de la culture de microalgues avec le traitement des eaux usées municipales et le CO industriel2 les émissions des centrales électriques au charbon est une stratégie potentielle pour produire de grandes quantités de biomasse, et représente une opportunité de développer, tester et optimiser les technologies nécessaires pour rendre les biocarburants à base de microalgues plus rentables et efficaces. Cependant, de nombreuses contraintes sur le déploiement éventuel de cette technologie doivent être prises en compte et des stratégies d'atténuation développées avant que la culture de microalgues à grande échelle puisse devenir une réalité. En tant que stratégie pour le CO2 la bioatténuation des émetteurs de sources ponctuelles industrielles, la culture des microalgues peut être limitée par la disponibilité de la terre, de la lumière et d'autres nutriments comme le N et le P. L'élimination efficace du N et du P des eaux usées municipales est limitée par la capacité de traitement des systèmes de culture de microalgues disponibles. Des stratégies pour atténuer les contraintes sont discutées.

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Voir la vidéo: Cultiver des microalgues aux multiples bienfaits (Août 2022).