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Estimation de la quantité de bactéries

Estimation de la quantité de bactéries


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Pour mon premier projet de recherche en microbiologie, j'ai choisi de déterminer l'efficacité des désinfectants et des savons pour tuer les bactéries de nos mains. Cependant, après avoir placé les bactéries sur des plaques de gélose à l'aide de cotons-tiges, pourquoi les incubons-nous ? Leur nombre ne va-t-il pas augmenter et nous donner de mauvais résultats ?


C'est une méthode très standard. L'idée est que vous ayez une culture de bactéries sur une plaque de gélose. Pendant l'incubation, chaque bactérie forme une colonie. Après quelques heures de croissance, les colonies se développent et deviennent visibles à l'œil nu. Vous pouvez donc facilement les compter.

Ensuite, vous pouvez comparer le nombre de colonies avant et après le lavage des mains avec les désinfectants et les savons et trouver quelle méthode a le moins de colonies en moyenne et donc quelle est la plus efficace.


Lorsque vous tamponnez la plaque de gélose avec votre échantillon, vous étalez toutes les bactéries de votre échantillon afin que chaque cellule puisse se développer séparément des autres cellules et former un colonie isolée.

Étant donné que les bactéries sont microscopiques et que vous ne pouvez pas les voir directement dans votre échantillon, vous devez leur permettre de se développer un peu jusqu'à ce qu'elles forment une colonie et que vous puissiez les voir avec vos yeux. L'hypothèse que nous faisons lorsque nous utilisons cette méthode pour "compter" les bactéries est qu'une seule cellule donne naissance à une seule colonie sur la plaque. C'est pourquoi nous appelons les cellules "Des unités formant des colonies".

Cela pourrait être utile : https://en.wikipedia.org/wiki/Colony-forming_unit


Estimation de la quantité de bactéries - Biologie

Datation au carbone pour déterminer l'âge des restes fossiles

Dans cette section, nous explorerons l'utilisation de la datation au carbone pour déterminer l'âge des restes fossiles.

Le carbone est un élément clé dans les molécules biologiquement importantes. Au cours de la vie d'un organisme, le carbone est introduit dans la cellule à partir de l'environnement sous forme de dioxyde de carbone ou de molécules alimentaires à base de carbone telles que le glucose, puis utilisé pour construire des molécules biologiquement importantes telles que les sucres, les protéines, les graisses et les acides nucléiques. . Ces molécules sont ensuite incorporées dans les cellules et les tissus qui composent les êtres vivants. Par conséquent, les organismes d'une bactérie unicellulaire au plus grand des dinosaures laissent derrière eux des restes à base de carbone.

La datation au carbone est basée sur la désintégration du 14 C, un isotope radioactif du carbone avec une demi-vie relativement longue (5700 ans). Alors que le 12 C est l'isotope du carbone le plus abondant, il existe un rapport presque constant de 12 C à 14 C dans l'environnement, et donc dans les molécules, les cellules et les tissus des organismes vivants. Ce rapport constant est maintenu jusqu'à la mort d'un organisme, lorsque le 14 C cesse de se reconstituer. À ce stade, la quantité globale de 14 C dans l'organisme commence à se dégrader de façon exponentielle. Par conséquent, en connaissant la quantité de 14 C dans les restes fossiles, vous pouvez déterminer depuis combien de temps un organisme est mort en examinant l'écart du rapport 12 C à 14 C observé par rapport au rapport attendu pour un organisme vivant.

Désintégration des isotopes radioactifs

Les isotopes radioactifs, comme le 14 C, se désintègrent de façon exponentielle. La demi-vie d'un isotope est définie comme le temps qu'il faut pour qu'il y ait la moitié de la quantité initiale de l'isotope radioactif présent.

Par exemple, supposons que vous ayez N0 grammes d'un isotope radioactif qui a une demi-vie de t * années. On sait alors qu'après une demi-vie (ou t * ans plus tard), vous aurez

grammes de cet isotope.

t* ans après cela (c'est-à-dire 2t* ans à partir de la mesure initiale), il y aura

grammes.

3t* ans après la mesure initiale, il y aura

grammes,

etc.

Nous pouvons utiliser notre modèle général de décroissance exponentielle pour calculer la quantité de carbone à un moment donné en utilisant l'équation,

N (t) = N0e kt .

Modélisation de la désintégration du 14 C.

Revenant à notre exemple du carbone, sachant que la demi-vie du 14 C est de 5700 ans, nous pouvons l'utiliser pour trouver la constante, k. C'est-à-dire lorsque t = 5700, il y a la moitié de la quantité initiale de 14 C. Bien sûr, la quantité initiale de 14 C est la quantité de 14 C lorsque t = 0 , ou N0 (c'est à dire. N(0) = N0e k&sdot0 = N0e 0 = N0). Ainsi, on peut écrire :

.

Simplifier cette expression en annulant le N0 des deux côtés de l'équation donne,


.

Résoudre l'inconnu, k , on prend le logarithme népérien des deux côtés,

.

Ainsi, notre équation pour modéliser la désintégration du 14 C est donnée par,

.

D'autres isotopes radioactifs sont également utilisés pour dater les fossiles.

La demi-vie du 14 C est d'environ 5 700 ans, par conséquent l'isotope 14 C n'est utile que pour dater des fossiles jusqu'à environ 50 000 ans. Les fossiles de plus de 50 000 ans peuvent avoir une quantité indétectable de 14 C. Pour les fossiles plus anciens, un isotope avec une demi-vie plus longue doit être utilisé. Par exemple, l'isotope radioactif potassium-40 se désintègre en argon-40 avec une demi-vie de 1,3 milliard d'années. D'autres isotopes couramment utilisés pour la datation comprennent l'uranium-238 (demi-vie de 4,5 milliards d'années) et le thorium-232 (demi-vie de 14,1 milliards d'années).

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Croissance des bactéries (avec diagramme) | Microbiologie

Dans cet article, nous discuterons de: - 1. Définition de la croissance 2. Mesure de la croissance bactérienne 3. Multiplication de bactéries unicellulaires 4. Détermination du temps de génération 5. Courbe de croissance 6. Culture continue 7. Culture synchrone 8. Milieux de culture 9. Culture d'enrichissement 10. Exigences des macro- et micro-éléments pour la croissance 11. Facteurs physiques influençant la croissance.

  1. Définition de la croissance
  2. Mesure de la croissance bactérienne
  3. Multiplication de bactéries unicellulaires
  4. Détermination du temps de génération
  5. Courbe de croissance
  6. Culture continue
  7. Culture synchrone
  8. Média culturel
  9. Culture d'enrichissement
  10. Exigences des macro et micro-éléments pour la croissance
  11. Facteurs physiques influençant la croissance

1. Définition de la croissance :

En biologie, la croissance est généralement définie comme une augmentation irréversible de la masse cellulaire due à la synthèse active de tous les constituants. La croissance entraîne une augmentation du nombre de cellules (sauf chez les organismes cénocytaires). Dans les organismes multicellulaires, cette augmentation du nombre de cellules entraîne une augmentation de la taille, car les cellules filles restent ensemble.

En revanche, dans les organismes unicellulaires, la multiplication cellulaire conduit à augmenter le nombre d'individus dans une population, c'est-à-dire la taille de la population. Ainsi, pour les bactéries, dont la majorité sont des organismes unicellulaires, la croissance peut être définie comme l'augmentation du nombre de cellules dans une population. Il ne faut pas oublier, cependant, que chez les bactéries et autres organismes unicellulaires également, une jeune cellule fille grandit avant d'atteindre un stade où elle peut se diviser pour terminer un cycle cellulaire.

2. Mesure de la croissance bactérienne :

Étant donné que la croissance bactérienne entraîne une augmentation du nombre et, par conséquent, de la taille de la population, plusieurs alternatives sont disponibles pour sa mesure. La densité cellulaire, c'est-à-dire le nombre de cellules par unité de volume de milieu, peut être déterminée en comptant, en mesurant la densité optique, en estimant le poids sec ou la protéine, etc. Certaines d'entre elles sont des méthodes directes et d'autres sont indirectes.

L'un des moyens évidents pour mesurer la croissance d'une population croissante en culture (culture d'organismes en laboratoire sur des milieux dans lesquels ils peuvent se développer) est leur comptage direct au microscope. Le nombre de cellules dans un volume donné de la culture peut être compté en utilisant des lames rainurées spécialement réglées similaires à celles utilisées par les techniciens médicaux pour compter les cellules sanguines.

La partie rainurée de la glissière a une profondeur et une surface connues qui sont divisées en plusieurs carrés égaux. Ces lames sont appelées chambres de comptage, dont différents types sont disponibles, comme Petroff-Hausser, Neubauer, Thoma etc. (Fig. 7.1).

Une goutte de la suspension bactérienne est placée sur la rainure de la lame, recouverte d'une lamelle, légèrement pressée pour éliminer l'excès de liquide et la lame est examinée sous l'objectif à haute puissance d'un microscope à contraste de phase. Le nombre de bactéries par petit carré est compté pour un assez bon nombre de carrés, moyenné, et à partir de la moyenne, le nombre total de bactéries par ml de suspension est calculé.

Dans la chambre de comptage Petroff-Hausser, une surface de 1 mm 2 est divisée en 25 carrés égaux et la profondeur de la rainure est de 0,02 mm. Si le nombre de bactéries est trop élevé pour le comptage, la culture d'origine peut être convenablement diluée et pour le calcul du comptage final, le facteur de dilution est pris en compte. Les bactéries mobiles doivent être immobilisées avant d'être transférées dans la chambre de comptage.

Le nombre de bactéries obtenu par la procédure ci-dessus donne le nombre total. Il est évident que le nombre total comprend à la fois les cellules vivantes et les cellules mortes. Les bactéries vivantes ou viables sont capables de produire des cellules descendantes par division.

Sur un milieu nutritif solidifié, une bactérie viable se divise et se redivise pour former un grand nombre de cellules descendantes pour former une colonie. Ainsi, la capacité de formation de colonies est un test de viabilité. Une bactérie morte ou non viable est incapable de former une colonie dans n'importe quelle condition de croissance. Le nombre de bactéries vivantes par unité de volume d'une culture ou d'une population est appelé nombre viable.

La méthode suivie pour déterminer le nombre viable est basée sur le principe de la dilution en série, d'abord développé par Joseph Lister et perfectionné plus tard par Robert Koch. Il existe deux variantes de la technique de placage par dilution : la méthode de la plaque étalée et la méthode de la plaque de coulée. Dans la première méthode, une quantité mesurée d'un échantillon dilué en série de la culture d'origine est répartie uniformément sur la surface du milieu de croissance solidifié.

Lors de l'incubation à une température optimale, chaque cellule bactérienne viable forme une colonie discrète à la surface du milieu. En supposant que chaque colonie visible est la descendance d'une seule bactérie, le nombre total de colonies est pris comme le nombre de cellules viables présentes dans la quantité de l'échantillon dilué étalé sur le milieu. Ainsi, en comptant le nombre de colonies, le nombre viable peut être facilement calculé. Pour des résultats fiables, un bon nombre de réplications sont nécessaires.

La méthode est schématisée à la Fig. 7.2 :

[Un ml de la culture bactérienne contenant

10 7 — 10 9 cellules/ml sont transférés de manière aseptique avec une pipette stérilisée dans 9 ml d'eau stérilisée ou de sérum physiologique, bien mélangés pour obtenir une suspension uniforme. Ensuite, 1 ml de la dilution 1:10 de la culture d'origine est transféré avec une nouvelle pipette stérile dans un autre tube contenant 9 ml d'eau ou de solution saline normale pour obtenir une dilution 1:100 (10 2 ).

Le processus est poursuivi jusqu'à ce qu'une dilution de 10 -7 soit atteinte. Ensuite, des aliquotes de 0,1 ml des deux dernières dilutions ou des deux dernières dilutions sont uniformément étalées avec une tige de verre courbée stérile sur la surface de boîtes de Pétri contenant un milieu gélosé approprié. Lors de l'incubation, des colonies de bactéries apparaissent sur les plaques. Le nombre de colonies sur des plaques répétées est compté, leur moyenne déterminée et le nombre viable est calculé, en tenant compte du facteur de dilution. Dans l'exemple illustré sur la figure, le nombre viable est de 30,7 x 10 8 = 3,07 x 10 9 /ml.]

Pour faciliter le comptage des colonies, un instrument appelé compteur de colonies peut être utilisé. Essentiellement, il s'agit d'une boîte au sommet incliné contenant un trou circulaire de 10-12 cm de diamètre recouvert d'un verre dépoli. Il y a un arrangement pour l'éclairage à l'intérieur de la boîte.

Pour faciliter le comptage des petites colonies, une loupe d'environ le même diamètre que celui du trou est fixée sur un support. Pour le comptage, la boîte de Pétri est placée en position inversée sur le verre dépoli, éclairée par le bas et observée à travers la loupe. Un marqueur peut être utilisé pour enregistrer les colonies pendant le comptage, afin que la même colonie ne soit pas comptée plus d'une fois.

La deuxième variante de la méthode de dilution en série, la technique de la plaque de coulée, est essentiellement similaire à la technique de dilution sur plaque, sauf que la suspension cellulaire diluée est mélangée avec du milieu gélosé fondu juste avant de verser dans les plaques. La température ne doit pas être trop élevée pour tuer les bactéries et pas trop basse pour que la gélose commence à se solidifier.

La gélose de bonne qualité se fixe à une température d'environ 42°C, donc 45°-50°C est idéale pour la coulée. Lors de l'incubation, les colonies apparaissent d'abord à la surface. Progressivement, les bactéries capturées à l'intérieur de la gélose forment également des colonies. Ces colonies sont d'abord en forme de lentille avant d'émerger à la surface. Le nombre de colonies peut être compté comme dans le cas des plaques étalées.

Les deux méthodes ci-dessus peuvent être appliquées pour le comptage des bactéries aérobies uniquement, mais pas pour les bactéries anaérobies qui sont incapables de se développer sous une concentration normale d'oxygène dans l'air. Pour de tels organismes, les plaques de dilution doivent être incubées dans une atmosphère exempte d'oxygène.

Des dessiccateurs à vide courants dans lesquels l'air est remplacé par un gaz inerte comme l'azote peuvent être utilisés. Pour les anaérobies très sensibles à l'oxygène, un absorbant d'oxygène comme le pyrogallol alcalin peut devoir être utilisé en plus. De plus, divers types de bocaux anaérobies sont disponibles dans le commerce à cet effet.

Une méthode différente pour déterminer le nombre viable est la technique du filtre à membrane. Il est principalement utilisé dans le cas de populations microbiennes naturelles, où la densité cellulaire n'est pas élevée (généralement -10 6 cellules/ml), comme pour le dénombrement des bactéries coliformes dans les échantillons d'eau.

Un volume mesuré de l'échantillon est passé à travers un filtre à membrane stérile sous pression négative. Le filtre doit avoir une taille de pores inférieure au diamètre des cellules bactériennes moyennes (moins de 1 µm). Après filtration, le disque filtrant à membrane est transféré de manière aseptique à la surface d'un milieu gélosé stérilisé approprié et incubé jusqu'à ce que des colonies visibles apparaissent sur la surface du filtre. Les colonies sont ensuite comptées et le nombre de viables par unité de volume de l'échantillon est calculé de la manière habituelle.

Une procédure entièrement différente basée sur un principe statistique est la détermination du nombre le plus probable (NPP) d'un groupe spécifique de micro-organismes dans la population naturelle. La procédure est généralement appliquée dans l'analyse bactériologique des échantillons d'eau, mais elle peut également être utilisée pour d'autres groupes d'organismes naturels.

Pour la détermination du NPP des bactéries coliformes dans un échantillon d'eau, des aliquotes de 10 ml, 1 ml et 0,1 ml de l'échantillon d'eau sont inoculés dans 5 tubes répétés de bouillon lactose, chacun contenant un tube de Durham inversé.

Les bactéries coliformes fermentent le lactose pour produire du gaz qui s'accumule dans les tubes Durham’s.

Après 48 h d'incubation à 32°C, les tubes sont examinés pour la présence de gaz, et le nombre de tubes présentant une accumulation de gaz est compté (Fig. 7.3) :

Le nombre le plus probable de bactéries coliformes dans l'échantillon d'eau est ensuite déterminé à partir d'un tableau NPP standard (tableau 7.1) :

Alors que le comptage des bactéries dans une population est un moyen de déterminer la croissance, un autre paramètre - à savoir. mesure de la masse bactérienne — peut également être utilisée. L'estimation gravimétrique de cellules bactériennes fraîches ou de cellules sèches fournit une méthode directe.

Le poids frais d'une masse bactérienne peut être obtenu en recueillant les cellules par centrifugation, en les lavant avec de l'eau distillée pour éliminer les ingrédients solubles du milieu de culture et en transférant le culot dans un récipient pré-pesé. Pour la détermination du poids sec, la masse cellulaire lavée est maintenue à 110°C pendant une nuit et pesée. Une manipulation très soigneuse est essentielle pour obtenir un résultat précis, car la quantité est très faible pour les cultures à l'échelle du laboratoire.

D'autres méthodes sont également disponibles pour la mesure de la masse bactérienne, bien qu'elles soient quelque peu indirectes. L'un d'eux est l'estimation de l'azote total de la masse cellulaire par la méthode micro-kjeldahl. La teneur totale en azote d'une culture en croissance active augmente linéairement avec la masse cellulaire.

Une relation similaire existe également entre le carbone total et le poids de la cellule. La teneur totale en carbone peut être estimée par la méthode de Van Slyke-Folch. À des fins de routine, l'estimation de la protéine totale d'une aliquote de la culture par l'une des méthodes courantes donne des résultats satisfaisants et fiables.

Pour la protéine totale, les cellules sont lysées par traitement avec un alcali entraînant la libération du contenu cellulaire, suivi d'une centrifugation pour éliminer les débris cellulaires et traitement d'une aliquote avec un réactif colorant, comme le biuret, le Folin, le bleu de Coomassie, etc.

La couleur développée est ensuite mesurée dans un colorimètre. A partir de la lecture du colorimètre, la quantité de protéine (mg/ml) est alors lue à partir d'une courbe étalon. Une courbe standard est préparée en utilisant une protéine authentique comme l'albumine de sérum bovin et le même réactif colorant. Une courbe standard montre des quantités connues de la protéine dans un axe et les lectures colorimétriques correspondantes dans l'autre axe.

Une méthode indirecte mais rapide et pratique d'estimation de la masse cellulaire est la turbidité. La masse cellulaire qui est directement proportionnelle à la densité de population peut être mesurée avec précision par cette méthode. Au fur et à mesure que le nombre de cellules augmente avec la croissance, un milieu de culture bactériologique devient de plus en plus trouble, laissant passer de moins en moins de lumière et en même temps diffusant de plus en plus de lumière par les cellules en suspension.

Pour les bactéries les plus courantes, une turbidité visible apparaît lorsque la densité cellulaire est comprise entre 10 6 et 10 1 cellules/ml. Lorsque la culture contient moins de cellules, la mesure turbidimétrique de la croissance n'est pas réalisable. L'instrument utilisé pour cette méthode s'appelle un colorimètre photo-électrique qui mesure la densité optique d'une suspension ou encore la densité de couleur d'une solution colorée.

La densité optique d'une suspension bactérienne est mesurée en transférant une partie d'une culture liquide dans un tube en verre colorimétrique ayant généralement un diamètre (trajet lumineux) de 1 cm contre un blanc (témoin) qui est généralement le milieu de culture non ensemencé. Un filtre de lumière approprié (généralement vert ou bleu) est utilisé. La densité optique peut être mesurée en termes d'absorbance (A) ou de transmission (T%).

Généralement, un colorimètre possède les deux types d'échelles. L'absorbance est le logarithme du rapport des intensités de la lumière incidente (I0) et la lumière transmise (1) c'est-à-dire A = log (I0/JE). Il est donné en échelle logarithmique. Le pourcentage de transmission est le pourcentage de lumière incidente traversant la suspension et est calibré sur une échelle arithmétique. Les deux échelles sont manifestement antiparallèles, par ex. le blanc a une absorbance de O et T% de 100.

Au fur et à mesure que la turbidité augmente, l'absorbance augmente et le % de transmission diminue. Le colorimètre est pourvu d'une source lumineuse, de filtres pour sélectionner la lumière d'une plage souhaitée de longueurs d'onde, d'un tube de colorimètre avec un trajet lumineux connu, d'une cellule photoélectrique qui convertit la lumière incidente en courant électrique, d'un dispositif d'amplification du courant ainsi produit et enfin un galvanomètre pour la mesure du courant électrique (Fig. 7.4). Une relation linéaire entre la densité cellulaire bactérienne et l'absorbance ou la transmission n'existe que lorsque la suspension est relativement mince (Fig. 7.5).

Un autre instrument appelé néphélomètre a plus ou moins les mêmes composants qu'un colorimètre, mais est plus sensible.Il mesure la lumière diffusée par les cellules bactériennes en suspension. Plus la densité cellulaire est élevée, plus la quantité de lumière diffusée est élevée.

L'appareil est conçu de telle sorte qu'il puisse capter les rayons lumineux diffusés par les bactéries en suspension perpendiculairement au faisceau de lumière incidente et les convertir en électricité qui peut ensuite être mesurée de la manière habituelle.

La colorimétrie et la néphélémétrie peuvent être utilisées pour mesurer la croissance des seuls organismes unicellulaires qui forment une suspension stable et uniforme. Si la lecture du colorimètre ou la lecture du néphélomètre est calibrée par rapport au nombre de cellules ou à la masse cellulaire, ces méthodes fournissent des moyens fiables pour l'estimation de la croissance.

3. Multiplication de bactéries unicellulaires :

La majorité des bactéries sont des organismes unicellulaires et la plupart d'entre elles se multiplient par fission binaire, ce qui signifie que chaque bactérie se divise pour produire deux cellules identiques. Chacun d'eux, après avoir atteint la maturité, subit une fission binaire similaire pour produire deux cellules filles. Ainsi, dans des conditions idéales, le nombre de cellules ainsi que la masse se doublent après des intervalles de temps donnés selon les espèces et les conditions de croissance.

L'intervalle de temps entre deux divisions successives est appelé temps de génération ou temps de doublement. Après chaque unité de temps de génération, le nombre de bactéries double. Ainsi, dans des conditions optimales, la croissance des bactéries s'effectue par progression géométrique avec un facteur constant de 2. A partir d'une seule bactérie, l'augmentation du nombre peut être représentée par 2 0 —>2 1 —>2 2 —>2 3 —>2 4 — >2 5 —>….—>2 n après n divisions.

4. Détermination du temps de génération :

Si le nombre de cellules par unité de volume d'une culture bactérienne en croissance active à la fois est considéré comme N0, alors le nombre à l'instant t pendant lequel n divisions ont eu lieu est donné par l'équation :

Nt = N0.2 n , où N, représente le nombre de bactéries au temps t.

Exprimée logarithmiquement, l'équation ci-dessus devient :

Il ressort de la dernière équation qu'en comptant le nombre de bactéries présentes dans une culture en croissance active au temps t0 et t, il est possible de déterminer le nombre de divisions qui se sont produites pendant l'intervalle de temps entre t0 et T.

Une fois cela fait, le temps de génération (g) – qui est le temps entre deux divisions successives – peut être facilement déterminé, car g = t/n. Encore une fois, le nombre de divisions par heure qui est connu comme le taux de doublement (v), devient v = n/t et aussi v = 1/g. Un exemple peut être donné pour clarifier les considérations mathématiques ci-dessus.

Si une culture en croissance active a un nombre de cellules de 10 4 /ml à un certain moment et qui augmente à 10 8 /ml après 6 heures, alors l'organisme a un taux de doublement (v) :

Et le temps de génération (g) est

Le temps de génération varie d'une espèce à l'autre et il dépend aussi des conditions de croissance. Dans des conditions optimales, Escherichia coli a un temps de génération de 20 minutes, ce qui signifie qu'une seule cellule d'E. coli peut produire 1 024 cellules après 200 minutes au cours desquelles 10 cycles divisionnaires ont eu lieu.

Croissance exponentielle ou logarithmique :

Lorsque, dans une culture bactérienne, la population double à chaque génération, la croissance est dite exponentielle ou logarithmique, car la population augmente comme un exposant (puissance) de 2 et log2 du nombre de cellules augmente en proportion directe avec le temps. Un graphique semi-logarithmique du nombre de cellules par unité de volume d'une population en croissance exponentielle en fonction du temps donne une ligne droite (Fig. 7.6).

La relation linéaire entre le logarithme du nombre de cellules et le temps n'est valable que lorsque toutes les cellules d'une culture en croissance sont viables. En pratique, un tel comportement idéal n'est guère attendu, car certaines cellules sont à la traîne ou deviennent non viables.

5. Courbe de croissance :

La croissance bactérienne dans un flacon - ou tout autre récipient pouvant être aussi grand qu'un fermenteur industriel - contenant un milieu de support de croissance est connue sous le nom de culture discontinue. La culture par lots représente un système « fermé », car les nutriments initialement présents sont progressivement consommés au cours de la croissance des produits métaboliques qui s'accumulent dans la cuve de culture, provoquant un changement de la valeur du pH. Il n'y a aucune disposition pour l'ajout de nutriments frais ou pour l'élimination des produits finaux ou l'ajustement de la valeur du pH qui change également au cours de la croissance.

Lorsque le logarithme du nombre de bactéries par unité de volume d'une telle culture par lots est tracé en fonction du temps (h) en commençant par le transfert de certains organismes viables dans la cuve de culture (inoculation), une courbe de croissance sigmoïde est obtenue (Fig. 7.7).

Une courbe de croissance typique montre plusieurs phases distinctes. Ceux-ci sont connus comme la phase de latence, la phase exponentielle ou logarithmique, la phase stationnaire et la phase de mort. Parfois, la dernière partie de la phase de latence est appelée phase d'accélération et la première partie de la phase stationnaire est appelée phase de décélération.

La phase de latence représente l'intervalle de temps entre l'inoculation et le début de la croissance exponentielle. Pendant la phase de latence, le nombre de cellules n'augmente pas, mais les bactéries individuelles grossissent en raison de la synthèse active d'ingrédients cellulaires comme les protéines, les acides nucléiques et les glucides.

Au cours de la dernière partie de cette phase, certaines bactéries commencent à se diviser, ce qui entraîne une lente augmentation du nombre total (phase d'accélération). Il peut y avoir plusieurs raisons pour lesquelles les bactéries ne commencent pas à se développer immédiatement après l'inoculation dans un milieu frais.

Si l'inoculum provient d'une ancienne culture, ou d'une culture qui poussait dans un milieu de composition différente, les cellules inoculées ont besoin d'un certain temps pour s'adapter au nouvel environnement. Ainsi, la phase de latence peut être considérée comme une phase d'adaptation au cours de laquelle les cellules inoculées ne restent pas inactives, mais elles sont engagées dans la synthèse de matériaux cellulaires en tant que préparation pour initier une croissance active.

De la phase de latence, les bactéries passent dans la phase exponentielle (phase logarithmique) en passant par la phase d'accélération intermédiaire et elles sont maintenant parfaitement équipées pour initier une croissance à un rythme maximal. La plupart des cellules de la population se divisent régulièrement à un intervalle de chaque unité de temps de génération, ce qui entraîne une augmentation exponentielle du nombre et de la masse des cellules.

Cependant, toutes les cellules de la population totale ne se divisent pas simultanément, elles se divisent plutôt de manière asynchrone. En conséquence, le nombre de cellules n'augmente pas par étapes. Le taux de croissance maximal est maintenu tout au long de la phase exponentielle et il se poursuit jusqu'à un point où la densité de population devient si élevée que le milieu de croissance est incapable de supporter une croissance ultérieure.

Le taux de croissance chute et s'arrête finalement. À ce stade, la culture entre dans la phase stationnaire. La durée de la phase exponentielle dépend non seulement de la disponibilité des nutriments, mais aussi d'autres facteurs, comme l'apport d'oxygène, le pH, la température, etc. et, bien entendu, aussi du temps de génération. Les cellules en phase logarithmique (log) présentent leur activité la plus élevée et, par conséquent, elles sont les plus adaptées à la mesure du temps de génération, de diverses propriétés biochimiques et de la taille des cellules.

Au fur et à mesure que la culture entre dans la phase stationnaire, il n'y a pas d'augmentation nette du nombre de cellules, bien qu'une majorité des bactéries reste encore dans un état viable et qu'elles poursuivent leurs activités vitales au détriment des substances de réserve stockées dans les cellules.

La durée de cette phase est très variable selon les espèces et peut aller de quelques heures à plusieurs jours. D'un point de vue pratique, les cellules en phase stationnaire sont d'une importance particulière, car de nombreux produits métaboliques secondaires, par exemple des antibiotiques, sont produits dans cette phase. Aussi, pour les organismes qui sont cultivés comme source de biomasse, la récolte dans cette phase donne un rendement maximum.

La phase stationnaire est suivie par la phase de mort au cours de laquelle le nombre de cellules viables chute de manière exponentielle, bien que le nombre total de cellules puisse rester inchangé pendant un certain temps. Par la suite, le nombre total diminue également, indiquant que les cellules subissent une lyse et qu'elles disparaissent. La lyse peut être due à l'activité de leurs propres enzymes (autolyse). Il est possible que les matériaux cellulaires libérés par la lyse fournissent une nutrition aux cellules encore vivantes pendant un certain temps. Cependant, les causes exactes de la mort des bactéries ne sont pas clairement comprises.

Un paramètre important de la croissance est le rendement qui peut être déterminé à partir de la courbe de croissance d'une culture discontinue en mesurant le poids sec de la population totale au début et à la fin de la phase exponentielle. Ainsi, si Mmax désigne la masse bactérienne (poids sec, g) à la fin de la phase exponentielle, et M0 la masse initiale, alors le rendement M est, M = Mmax – M0 (Fig. 7.8).

Habituellement, le rendement est exprimé par rapport à la consommation de substrat sous forme de coefficient de rendement (Y) qui est le rapport du rendement (poids sec g) et de la quantité (g) de substrat utilisé. Classiquement, le coefficient de rendement par mole de substrat consommé est appelé coefficient de rendement molaire (Ym).

Une autre forme d'expression du coefficient de rendement est le coefficient de rendement énergétique (YATP) qui est le rendement par mole d'ATP consommée. Pour calculer ce paramètre, il est essentiel de connaître la voie de dégradation des glucides (source d'énergie) de l'organisme particulier et la quantité (moles) d'ATP produite par mole de glucides.

Par exemple, Streptococcus faecalis ou Saccharomyces cerevisae décompose le glucose par la voie EMP (voie Embden-Meyerhof-Parnas) et, lorsqu'il pousse en l'absence d'air, produit 2 moles d'ATP/mole de glucose.

Alors que le coefficient de rendement molaire (Ym) pour ces deux organismes est de 20, c'est-à-dire qu'ils produisent tous deux 20 g de cellules sèches par mole de glucose (180 g), coefficient de rendement énergétique (YATP) pour les deux est de 10. Dans des conditions aérobies, le rendement augmente de manière significative, en raison de la production d'énergie plus élevée par oxydation complète du substrat.

6. Culture continue :

Le sort d'une population microbienne se développant dans un système « fermé » comme une culture par lots est comparable au sort d'un organisme multicellulaire ayant naissance, croissance, maturité et mort. L'environnement dans une culture discontinue est soumis à des changements constants en raison de l'épuisement continu des nutriments, du changement de la valeur du pH, de la pression partielle des gaz dissous, de l'accumulation de métabolites toxiques, etc.

En raison de ces changements, la durée de la phase de croissance active est également limitée. Pour de nombreuses expériences critiques, il devient nécessaire de maintenir une culture dans un état de croissance actif sur une durée prolongée. Ceci peut être réalisé par une culture continue qui permet la croissance d'un organisme dans un environnement constant. Une culture continue représente un système « ouvert » par opposition à une culture par lots.

L'un des dispositifs de croissance de micro-organismes en culture continue est un chémostat développé par Novick et Szilard (1950). Dans sa forme la plus simple, un chémostat se compose d'une cuve de culture munie d'une entrée pour l'entrée régulée de milieu de culture frais, d'un dispositif de pompage d'air stérilisé et d'une sortie pour maintenir un volume constant de liquide dans la cuve de culture (Fig. 7.9 ).

Les dispositions dans un chemostat assurent un flux régulé constant de milieu frais dans la cuve de culture et l'élimination simultanée d'une quantité égale de fluide de culture de la cuve à travers un dispositif de sortie. En conséquence, un volume constant est toujours maintenu dans le récipient.

Le système est également pourvu d'un dispositif pour pomper de l'air stérilisé à travers la culture afin de maintenir une aération adéquate. Contrairement à une culture discontinue, une culture continue est plus facile à contrôler. D'une part, l'afflux continu de milieu frais empêche l'épuisement des nutriments essentiels et, d'autre part, l'écoulement continu élimine le milieu épuisé contenant des métabolites toxiques et des cellules bactériennes. Ces dispositions assurent une croissance prolongée dans un chémostat.

L'importance d'une culture chemostat réside dans le fait que le taux de croissance d'un organisme peut être contrôlé. Ceci peut être réalisé en fournissant l'un des nutriments essentiels, comme le carbone et la source d'énergie, à une concentration sous-optimale dans le milieu entrant.

En conséquence, les organismes présents dans la culture sont affamés et sont incapables de croître à un taux de croissance maximal. Dans le même temps, le débit d'entrée peut être ajusté de manière à ce que le nutriment limitant la croissance soit immédiatement et entièrement consommé par les organismes affamés. Le flux de sortie élimine en continu une fraction de la population pour maintenir une densité cellulaire constante.

Ainsi, il devient possible d'établir un état stable de croissance. En régime permanent, le taux de croissance est constant et il est égal au taux d'entrée du milieu appelé taux de dilution. Le taux de dilution est ajusté de telle sorte que la concentration du nutriment critique dans le chémostat soit pratiquement nulle, car le nutriment est instantanément consommé par la population affamée.

En conséquence, le taux de croissance dans le chémostat est maintenu à une valeur sous-maximale. Ainsi, en régulant le taux de dilution, il est pratiquement possible de maintenir une culture à l'état d'équilibre presque indéfiniment, ce qui contraste fortement avec une culture par lots qui passe par différentes phases de croissance - se terminant finalement par la mort.

La relation entre la concentration de substrat et le taux de croissance est étroitement comparable à la relation entre la concentration de substrat et la vitesse de réaction enzymatique telle que représentée par la célèbre équation de Michaelis-Menten. Le taux de croissance (μ) augmente linéairement avec la concentration du substrat (nutriment limitant la croissance) [s] jusqu'à un certain point, puis diminue pour devenir plat. La concentration de substrat à laquelle le taux de croissance est la moitié du taux de croissance maximum est désignée par Ks (Fig. 7.10).

7. Culture synchrone :

Une culture synchrone est une culture dans laquelle toutes les cellules d'une population particulière sont au même stade de développement et se divisent simultanément. Dans une culture discontinue commune, la population contient des cellules à tous les stades de développement possibles, certaines viennent d'être produites par fission, d'autres sont à des stades intermédiaires et d'autres encore sont matures et prêtes pour la division.

Toutes ces étapes font partie du cycle cellulaire. Pour cette raison, la population cellulaire d'une culture par lots se divise de manière asynchrone, produisant une courbe de croissance exponentielle typique indiquant que les logarithmes du nombre de cellules ainsi que de la masse cellulaire augmentent linéairement avec le temps (voir Fig. 7.6).

Dans une culture synchrone, en revanche, on s'attendrait à une augmentation progressive du nombre de cellules, car il n'y aurait pas d'augmentation du nombre de cellules entre deux divisions successives. Mais la masse cellulaire montrerait toujours une augmentation linéaire avec le temps, similaire à celle trouvée dans une culture par lots. Ceci est dû au fait que les cellules nouvellement nées continuent d'augmenter en masse entre deux divisions successives, bien que leur nombre n'augmente pas (Fig. 7.11).

La synchronisation de la division cellulaire dans une population bactérienne peut être réalisée de plusieurs manières. L'un d'eux est l'alternance répétée de la température d'incubation. Une culture poussant à la température optimale est exposée à une température plus basse, de sorte que la croissance est considérablement ralentie. Après un certain temps, la culture est à nouveau portée à sa température optimale.

L'intervalle de temps est ajusté en fonction du taux de croissance (temps de génération) de l'organisme. En abaissant la température, la division cellulaire est retardée et toutes les cellules se divisent simultanément lorsque la température est élevée au niveau optimal. Le traitement doit être poursuivi sur plusieurs cycles pour obtenir des résultats satisfaisants. Une autre méthode pour obtenir une population de cellules à division synchrone consiste à filtrer à travers un filtre à membrane.

Une population asynchrone de bactéries est filtrée, les cellules étant adsorbées dans les pores de la membrane filtrante. A l'état adsorbé, les cellules continuent à se diviser, produisant des cellules descendantes qui ne sont pas adsorbées. Un flux inverse de milieu stérilisé à travers la membrane filtrante élimine les cellules de descendance nouvellement nées dans le filtrat. Ainsi, une population homogène de cellules qui sont approximativement au même stade de développement peut être obtenue. De telles cellules se divisent de manière synchrone pendant quelques générations.

L'utilité d'une culture synchrone réside dans le fait que l'ensemble de la culture peut être pris comme un complexe multicellulaire constitué d'individus ayant un développement identique. En revanche, une culture asynchrone ne peut donner qu'une image moyenne des cellules individuelles.

Parfois, il devient nécessaire de mieux comprendre la séquence des événements qui se déroulent dans des cellules individuelles. Pour la petite taille, l'étude de tels événements dans des cellules bactériennes individuelles n'est pas réalisable. Une culture synchrone offre cette opportunité, car toutes les cellules sont au même stade de développement. Par exemple, on pourrait vouloir étudier la réplication de l'ADN en relation avec le cycle cellulaire.

Des échantillons prélevés à des intervalles appropriés pendant une unité de temps de génération d'une culture synchrone donneraient des cellules à différents stades du cycle cellulaire et chaque échantillon contiendrait des cellules d'un stade particulier. Une mesure de l'incorporation d'un précurseur d'ADN radioactif fournirait des informations utiles sur la synthèse d'ADN à différentes phases du cycle de croissance.

8. Médias culturels :

La majorité des bactéries et de nombreux micro-organismes eucaryotes comme les algues et les champignons peuvent être cultivés dans des conditions artificielles (par opposition à leurs habitats naturels) sur des milieux de culture appropriés. Un milieu de culture doit contenir toutes les matières premières dont l'organisme a besoin pour construire ses constituants cellulaires - glucides, protéines, lipides, acides nucléiques, etc.

Étant donné que l'eau est le constituant le plus important de tous les systèmes vivants, les micro-organismes peuvent mieux se développer dans un milieu aqueux. Le constituant principal du milieu de culture est donc l'eau, dans laquelle les autres ingrédients sont présents à l'état dissous.

Les micro-organismes, comme les cellules végétales, sont généralement investis d'une paroi cellulaire et ils ne peuvent absorber les nutriments que lorsqu'ils sont à l'état dissous. La principale barrière à l'entrée des nutriments dans la cellule n'est cependant pas la paroi cellulaire, mais la membrane cytoplasmique. Certains des nutriments solubles peuvent diffuser passivement à travers la membrane, mais pour la majorité, il existe des systèmes de transport spécifiques situés dans la membrane qui aident à l'absorption des nutriments du milieu de culture.

Les principaux éléments essentiels à la croissance de tous les micro-organismes sont le carbone, l'azote, l'hydrogène, l'oxygène, le phosphore, le soufre, le magnésium, le calcium, le potassium et le fer. De nombreux micro-organismes nécessitent également des traces d'un ou plusieurs éléments mineurs, comme le manganèse, le molybdène, le zinc, le cobalt, le nickel, le cuivre, le bore, le sodium et le silicium.

Tous les éléments nécessaires à la croissance doivent être apportés dans le milieu de culture. La majorité des bactéries et tous les champignons ont un mode de nutrition hétérotrophe et dépendent de l'un ou l'autre des composés organiques comme source de carbone et d'énergie. En général, les micro-organismes peuvent absorber tous les autres éléments sous forme inorganique.

Ainsi, pour la croissance des bactéries et champignons communs présents dans le sol ou l'eau, un milieu de sels inorganiques contenant un seul composé organique s'avère adéquat.Mais les bactéries pathogènes refusent souvent de se développer dans des milieux de culture aussi simples et nécessitent une supplémentation en composés organiques complexes, probablement parce qu'elles s'habituent à de tels composés tout en se développant dans le corps de l'hôte. Par exemple, Haemophilus a besoin d'hémine et de nicotinamide adénine dinucléotide (NAD) dans son milieu de croissance.

Bien que les micro-organismes courants (bactéries et champignons) puissent se développer dans un milieu salin inorganique avec une seule source de carbone (généralement du glucose), ils se développent beaucoup plus rapidement lorsque le milieu est enrichi par l'ajout de certains composés organiques complexes.

Sur cette base, les milieux de culture peuvent être distingués en deux types :

Les milieux complexes contiennent une ou plusieurs substances de composition chimique indéfinie. Les substances couramment utilisées de ce type sont l'extrait de bœuf, la peptone, la tryptone, l'extrait de levure, l'extrait de malt, le sang, le sérum, l'albumine d'œuf, l'extrait de pomme de terre, l'infusion de paille, etc.

L'hydrolysat de caséine est un autre complément complexe, bien que sa composition soit plus ou moins connue. Un milieu bactériologique complexe très couramment utilisé pour obtenir une croissance rapide et bonne est le bouillon nutritif qui contient de l'extrait de bœuf, de la peptone et du chlorure de sodium.

De même, pour la culture de champignons saprophytes, un milieu complexe courant est la gélose à l'extrait de malt. La gélose pomme de terre-dextrose - qui contient de l'extrait de pomme de terre bouillie, du glucose et certains sels - est un autre milieu pour la croissance des champignons. Le bouillon d'infusion de paille est un bon milieu complexe pour la croissance des actinomycètes du sol. Pour la croissance de bactéries pathogènes, la gélose au sang, la gélose à l'albumine sérique sont souvent utilisées. Parmi les milieux complexes sont également à compter certaines substances naturelles comme le lait, la pomme de terre, la carotte etc.

Les milieux chimiquement définis, également appelés milieux synthétiques, contiennent des substances de composition chimique connue et chacune d'elles est présente à une concentration connue. Un milieu synthétique simple qui favorise la croissance de bactéries courantes, y compris Escherichia coli, peut être préparé à partir des ingrédients suivants : K2HPO4 7.0, KH2Bon de commande4 3.0, non3-citrate. 3H2O 0,5, MgSO4. 7H20 0,1, (NH4)2DONC4 1,0, glucose 2,0, FeSO4 . 7H20 0,01, CaCl2 .2H20 0,01 (g/1). De même, pour les champignons, un milieu synthétique est le Czapek-Dox.

Les milieux de culture peuvent être utilisés sous forme liquide (bouillon) ou sous forme de gel mou ou relativement dur (milieu solide). La gélatine qui était utilisée au début de la microbiologie comme agent gélifiant n'est plus utilisée, sauf à des fins spéciales. Il a été complètement remplacé par l'agar-agar qui est un agent bien supérieur.

L'agar-agar est un polysaccharide complexe hautement réticulé extrait de certaines algues rouges marines. À une concentration de 1,5 à 2 % (p/v), il produit un gel solide et à la moitié de la concentration ci-dessus un gel mou. Il prend un gel à 42°-45°C et le gel peut être fondu à 100°C. Le processus de gélification et de fusion peut être répété plusieurs fois, sauf si le pH du milieu est acide.

Contrairement à la gélatine, la gélose n'est pas hydrolysée par la plupart des bactéries. La surface des milieux gélosés reste plus ou moins sèche, de sorte que les colonies apparaissant à la surface ne se propagent pas et que des colonies discrètes puissent être facilement récupérées. Toutes ces qualités font de l'agar-agar un agent idéal pour la solidification des milieux de culture microbiologiques.

Certains organismes, bien que très peu nombreux, comme Nitrosomonas, refusent de se développer sur des milieux gélosés. Pour de tels organismes très exigeants, l'utilisation d'un gel inorganique devient nécessaire, tel que le gel de silice. Il peut être préparé en acidifiant une solution de silicate de sodium avec de l'acide chlorhydrique. Après durcissement, le gel est lavé pour le débarrasser du chlorure de sodium et de l'excès d'acide. Après séchage, le gel est autorisé à absorber le milieu de culture stérilisé avant l'inoculation.

Médias sélectifs :

Lorsqu'une population mixte de différents types de micro-organismes est ensemencée dans un milieu de culture qui permet la croissance sélective d'un seul type ou d'un groupe spécifique, le milieu est considéré comme sélectif. Les milieux sélectifs doivent être conçus en fonction de la nécessité d'augmenter artificiellement le nombre d'un organisme spécifique ou, plus communément, d'un groupe spécifique d'organismes présents à l'origine dans une population mixte (enrichissement) ou pour l'isolement direct d'un type particulier à partir d'un mélange population.

On peut citer quelques exemples de médias sélectifs. Si l'on entend étudier les types de bactéries fixatrices d'azote présentes dans un certain sol, le milieu sélectif contiendrait d'autres ingrédients à l'exception de tout composé azoté. Dans un tel milieu, des organismes capables d'utiliser uniquement l'azote atmosphérique se développeraient.

Encore une fois, si l'on veut connaître le nombre et sélectionner des souches résistantes aux antibiotiques dans une grande population, le milieu utilisé à cette fin contiendrait l'antibiotique particulier à une concentration qui est inhibitrice pour les souches sensibles. Le milieu sans azote dans le premier cas et le milieu contenant des antibiotiques sont des exemples de milieux sélectifs.

Média différentiel :

Alors qu'un milieu sélectif permet la croissance d'un organisme sélectif ou d'un groupe sélectif d'organismes, un milieu différentiel permet la croissance de divers types d'organismes présents dans une population mixte, mais aide en même temps à différencier un organisme particulier ou un groupe d'organismes du reste.

Ainsi, dans une population mixte, la présence d'un type particulier peut être détectée. Par exemple, la présence de bactéries coliformes dans un échantillon d'eau suspecté d'être contaminé par des matières fécales peut être détectée par la production de gaz à partir du lactose. La capacité à utiliser un certain sucre peut être testée de la même manière sur un milieu solide contenant le sucre particulier et un mélange de colorants indicateurs - éosine et bleu de méthylène.

Les organismes capables de fermenter le sucre pour produire de l'acide forment des colonies qui absorbent les colorants et produisent un éclat métallique. Ainsi, sur ce milieu différentiel (agar éosine-bleu d'éthylène, EMB) les organismes peuvent être visuellement différenciés des autres. Le milieu endo-agar préparé en ajoutant de la fuchsine basique décolorée dans un milieu gélosé contenant du lactose est un autre milieu différentiel pour l'identification des bactéries coliformes.

9. Culture d'enrichissement :

La technique de culture d'enrichissement, développée par Winogradsky et Beijerinck, est basée sur le principe darwinien de la survie du plus apte. Dans une culture d'enrichissement, l'environnement est prédéfini de telle manière qu'un organisme ou un groupe est sélectivement encouragé à croître et à se multiplier, de sorte que dans une population mixte, ils deviennent prédominants.

Les facteurs environnementaux qui peuvent être utilisés pour une telle croissance ou enrichissement sélectif comprennent le carbone, l'azote et les sources d'énergie, la tension d'oxygène, le pH, la température, la lumière, etc. Ces facteurs doivent être sélectionnés sur la base de la connaissance des capacités physiologiques et biochimiques de l'organisme que l'on souhaite enrichir.

La question de l'enrichissement se pose lorsque l'organisme souhaité doit être isolé d'une population mixte dans laquelle il est minoritaire et largement dépassé en nombre par les autres organismes. La méthode habituelle d'étalement par dilution ne peut pas être utilisée en tant que telle, car pendant la dilution, les organismes souhaités sont éliminés.

Par conséquent, avant de fabriquer des plaques de dilution, le nombre d'organismes souhaités doit être augmenté de préférence par rapport aux organismes non souhaités. Dans une culture d'enrichissement, la compétition entre les organismes souhaités et non souhaités est supprimée ou minimisée, de sorte qu'après quelques passages dans la culture d'enrichissement, les organismes souhaités deviennent majoritaires et peuvent ensuite être isolés par la procédure de dilution habituelle.

Le succès d'une telle procédure d'enrichissement dépend naturellement de l'efficacité des conditions sélectives. Pour créer de telles conditions sélectives, la connaissance de l'organisme souhaité est une condition préalable essentielle. La technique de culture d'enrichissement est un outil microbiologique puissant qui peut être appliqué pour l'isolement de tout organisme spécifique de son habitat naturel, à condition que les conditions sélectives de son enrichissement soient connues.

On peut citer quelques exemples d'application de la technique d'isolement de différents types de microorganismes :

Enrichissement en bactéries fixatrices de diazote et en bactéries formant des endospores :

Si un milieu de sels inorganiques sans aucun composé azoté et contenant un composé organique comme source de carbone et d'énergie est inoculé avec un échantillon de sol ou d'eau et incubé dans des conditions aérobies, les conditions sélectives ainsi créées favoriseront la croissance de tels organismes qui peuvent utiliser l'atmosphère l'azote gazeux comme seule source d'azote.

Parce que l'azote atmosphérique est sous forme moléculaire (N2), les organismes enrichis sont appelés fixateurs de diazote ou diazotrophes. La faible quantité d'azote combiné présente dans le sol ou l'échantillon d'eau utilisé comme inoculum pourrait permettre la croissance de non-fixants au stade initial, mais quelques passages dans les milieux sélectifs les éliminent généralement.

Les organismes qui peuvent être isolés de cette manière incluent différentes espèces d'Azotobacter, Beijerinckia, Derxia, Azomonas etc. espèce. L'enrichissement des Clostridia peut être encore facilité lorsque l'inoculum est prétraité pendant 5 min à 80°C.

Ce traitement tue toutes les cellules végétatives bactériennes, mais les endospores sont épargnées. D'autre part, un milieu sels minéraux-sucre avec de l'azote combiné inoculé avec un inoculum traité thermiquement incubé en aérobie convient à l'enrichissement des bactéries aérobies sporulantes, principalement différentes espèces de Bacillus. En choisissant une température d'incubation plus élevée, il est possible d'isoler les espèces thermophiles de ce genre.

Les conditions d'enrichissement en fixateurs d'azote et en sporulants sont résumées dans le tableau 7.2 :

Enrichissement en bactéries autotrophes :

Les bactéries autotrophes comprennent les organismes phototrophes et chimiolithotrophes. Les procaryotes phototrophes comprennent les bactéries photosynthétiques anaérobies et les cyanobactéries aérobies. Les bactéries chimiolithotrophes comprennent de manière similaire une variété d'organismes capables d'oxyder différents substrats inorganiques pour obtenir de l'énergie.

Tous les organismes autotrophes, y compris les plantes vertes, sont capables de synthétiser des composés organiques à partir du CO2. Pour l'enrichissement de bactéries autotrophes de tout type, le milieu ne doit contenir aucun composé organique, il doit plutôt y avoir une source de CO2, comme le bicarbonate.

Pour l'enrichissement de tous les organismes phototrophes, les cultures d'enrichissement doivent être exposées à la lumière. Les cyanobactéries sont aérobies et nombre d'entre elles peuvent fixer l'azote moléculaire atmosphérique. Pour leur enrichissement, un milieu de sels minéraux sans azote combiné, ensemencé avec un échantillon d'eau ou de sol, doit être exposé à la lumière dans des conditions aérobies.

Les cyanobactéries effectuent la photosynthèse oxygénée comme les plantes vertes. L'autre groupe de procaryotes phototrophes comprend les organismes anaérobies qui peuvent être divisés en deux types principaux - les photolithotrophes et les photo-organotrophes. Pour les deux, la lumière est la source d'énergie pour le CO2-fixation, mais alors que les photolithotrophes peuvent utiliser des composés soufrés réduits comme H2S en tant que donneurs d'électrons, les photo-organotrophes utilisent à cette fin des composés organiques simples comme l'acétate, le malate, etc.

Les conditions d'enrichissement de différents procaryotes phototrophes sont décrites dans le tableau 7.3 :

Les bactéries chimiolithotrophes, comme les bactéries nitrifiantes, oxydantes du soufre et oxydant l'hydrogène, sont non photosynthétiques et strictement aérobies. Ils doivent être enrichis de préférence à l'obscurité pour éviter la croissance des cyanobactéries. Le milieu d'enrichissement doit être composé de sels inorganiques dont un sel azoté, et d'un composé inorganique oxydable agissant comme source d'énergie.

Ce composé dépendra du type d'organisme à enrichir. Par exemple, pour les bactéries nitrifiantes, un sel d'ammonium peut être utilisé à la fois comme source d'azote et d'énergie. Un autre groupe de bactéries nitrifiantes utilise le nitrite comme source d'énergie.

Pour les deux types, le milieu d'enrichissement est ajusté à un pH alcalin (8,5) et, de plus, un neutralisant acide insoluble comme le CaCO3 ou MgCO3 doit être ajouté pour contrecarrer l'acide nitreux et nitrique produits par les bactéries. Le dioxyde de carbone libéré par l'interaction de l'acide et du carbonate est utile pour la croissance. Un certain nombre de passages à travers de tels milieux sont nécessaires pour un enrichissement adéquat.

Un autre groupe important de bactéries autotrophes est celui des oxydants de soufre. Ils peuvent se développer dans des conditions autotrophes en utilisant des composés soufrés réduits, comme le thiosulfate, le sulfure ou le soufre élémentaire et produire de l'acide sulfurique. Pour leur enrichissement, un milieu de sels minéraux comprenant un composé azoté inorganique et le composé soufré oxydable est utilisé. Les organismes sont aérobies et peuvent tolérer un pH extrêmement acide, bien qu'ils se développent de manière optimale à un pH neutre. Certaines espèces sont obligatoirement autotrophes et d'autres peuvent également croître de manière hétérotrophe (facultative).

Un troisième groupe de bactéries autotrophes comprend les organismes oxydant l'hydrogène qui utilisent l'oxydation de H2 à l'eau comme réaction énergétique. Elles sont communément appelées bactéries à hydrogène et toutes ne sont que facultativement autotrophes. Pour leur enrichissement, un milieu de sels minéraux avec de l'azote combiné et sans aucune source de carbone organique contenu dans un récipient fermé est généralement utilisé. La phase gazeuse du navire est produite artificiellement en remplaçant l'air par un mélange de H2 (70%), O2 (20%) et CO2 (10 %) (v/v).

Les conditions d'enrichissement des bactéries nitrifiantes, oxydantes du soufre et hydrogène sont présentées dans le tableau 7.4 :

10. Exigences des macro- et micro-éléments pour la croissance :

Ces éléments doivent être fournis aux micro-organismes pour leur croissance. L'eau constitue la majeure partie de tous les systèmes vivants en croissance active et les micro-organismes ne font pas exception. Mais les micro-organismes, en particulier les endospores produites par certains d'entre eux, peuvent résister longtemps à la dessiccation sans perdre leur viabilité. Bien que, dans un tel état, leurs activités métaboliques et leur croissance soient pratiquement absentes.

Outre l'eau, le carbone est l'élément le plus important qui constitue environ 50% du poids sec des cellules bactériennes. L'importance de cet élément réside dans le fait que le carbone forme le squelette de tous les composés organiques qui sont présents dans toutes les molécules biologiquement significatives, comme celles des protéines, des glucides, des lipides, des acides nucléiques, etc.

La majorité des micro-organismes ont un mode de nutrition hétérotrophe et ils tirent leur apport de carbone de l'un ou l'autre des composés organiques, comme les sucres, les acides organiques, les alcools, les glucides complexes, etc. Tous ces hétérotrophes peuvent également fixer de petites quantités de CO2 en/plusieurs intermédiaires métaboliques (CO hétérotrophe2-fixation).

En revanche, les microbes phototrophes et chimiolithotrophes tirent leur besoin en carbone en totalité ou en grande partie du CO2. Certains autotrophes facultatifs peuvent croître à la fois dans des conditions lithotrophes (substrats purement inorganiques) ou dans des conditions hétérotrophes. Certains ont un type de nutrition mixte, les mixotrophes qui peuvent simultanément utiliser du CO2 et certains composés organiques comme source de carbone.

A côté du carbone se trouve l'azote qui forme environ 10 à 15 % du poids sec des cellules microbiennes. La plupart des bactéries ne peuvent se développer qu'en présence d'azote combiné fourni dans le milieu. Quelques-uns, y compris certaines cyanobactéries, peuvent réduire l'azote moléculaire en ammoniac et l'incorporer dans des acides organiques pour produire des acides aminés.

Cette propriété, connue sous le nom de fixation du diazote, est conférée par un complexe enzymatique spécial appelé nitrogénase. L'azote est présent dans les protéines, les acides nucléiques, les polymères de la paroi cellulaire, les coenzymes, les vitamines, etc. Parmi ceux-ci, les protéines sont quantitativement les plus importantes, représentant environ 50 % du poids sec des cellules bactériennes.

Le phosphore est le prochain élément majeur formant 2-6% du poids sec des cellules bactériennes. Les micro-organismes s'approvisionnent en cet élément à partir des phosphates inorganiques contenus dans le milieu de croissance. Les phosphates contribuent également à maintenir le pH du milieu dans une fourchette favorable par une action tampon.

Parmi les constituants cellulaires les plus importants qui contiennent du phosphore figurent les acides nucléiques. L'ADN représente 3 à 4 % du poids sec des cellules bactériennes et l'ARN 10 à 20 %. Les composés riches en énergie, comme l'adénosine triphosphate (ATP), la guanosine triphosphate (GTP), etc. et les sucres phosphorylés font également partie des composés importants contenant du phosphore. De plus, les phospholipides forment le système membranaire.

Le soufre est également un élément essentiel pour tous les organismes vivants. On le trouve dans toutes les protéines en tant que constituant des acides aminés, la cystéine et la méthionine. Deux molécules de cystéine peuvent se joindre par oxydation pour former un dimère, appelé cystine (liaison S-5, pont disulfure).

Cette réaction est d'une importance particulière pour conférer un repliement caractéristique de la chaîne polypeptidique, et elle joue également un rôle important dans la jonction des chaînes polypeptidiques individuelles pour produire la structure quaternaire des molécules protéiques. Les micro-organismes s'approvisionnent en soufre à partir de sulfates inorganiques présents dans le milieu.

Le sulfate est réduit intracellulairement par une voie de réduction assimilatrice en HS – (sulfhydryle) et incorporé dans des composés organiques. L'élément soufre a une signification particulière dans le cas des chimiolithotrophes oxydant le soufre, comme le Thiobacillus et les bactéries de soufre photosynthétiques violettes et vertes, comme le Chromatium et le Chlorobium.

Certaines espèces de Thiobacillus peuvent oxyder le soufre élémentaire en sulfate et utiliser l'énergie d'oxydation pour la croissance chimiolithotrophe. Les bactéries soufrées violettes et vertes utilisent le sulfure comme donneur d'électrons exogène dans la photosynthèse et, ce faisant, elles produisent du soufre élémentaire qui se dépose à l'intérieur ou à l'extérieur de leurs cellules.

Jusqu'à présent, nous avons considéré le rôle des éléments non métalliques dans la constitution des cellules microbiennes. Bien que quantitativement moins, les éléments métalliques forment également des parties essentielles des micro-organismes. Parmi eux, le magnésium (Mg ++ ) et le potassium (K + ) sont nécessaires en quantités substantielles. Le Mg ++ est essentiel au maintien de l'intégrité des ribosomes et il agit comme cofacteur dans de nombreuses réactions enzymatiques, en particulier celles impliquant l'ATP.

De plus, il fait partie de la chlorophylle dans tous les organismes photosynthétiques, y compris les cyanobactéries et les bactéries photosynthétiques violettes, vertes et non soufrées contenant des bactériochlorophylles. Le potassium (K + ) est l'un des éléments intracellulaires importants pour le maintien de l'équilibre ionique. Il sert également de cofacteur dans de nombreuses réactions enzymatiques et joue un rôle important dans la fonction ribosomique.

Le fer (Fe ++ ) fait partie intégrante de toutes les protéines hémiques, comme les cytochromes. Il est également présent dans la ferrédoxine et la nitrogénase. Les bactéries du fer, comme Thiobacillus ferrooxidans, sont capables de croître de manière chimiotrophique aux dépens de l'énergie d'oxydation de Fe ++ —>Fe +++ . Parmi les autres éléments métalliques requis par les micro-organismes figurent le zinc (Zn ++ ), le molybdène (Mo ++ ), le manganèse (Mn ++ ), le calcium (Ca ++ ), le cobalt (Co ++ ) et le nickel (Ni ++ ).

Le zinc et le manganèse agissent comme cofacteurs de plusieurs enzymes. Le molybdène, ainsi que le fer, font partie intégrante de l'enzyme nitrogénase.Une autre enzyme du molybdène est la diméthylsulfoxyde réductase qui convertit le sulfoxyde en sulfure de diméthyle. L'enzyme a un rôle important dans le cycle du soufre de la nature. La nitrate réductase est encore une autre molybdoenzyme.

Certaines bactéries fixatrices d'azote possèdent une nitrogénase dans laquelle le vanadium (Va ++ ) remplace le molybdène. Le nickel (Ni ++ ) est requis par les bactéries oxydant l'hydrogène pour l'activité hydrogénase. Certaines bactéries peuvent synthétiser la cyanobalamine (vitamine B12) et ils nécessitent du cobalt (Co ++ ) qui est présent dans la vitamine. Le calcium (Ca ++ ) est essentiel à la production d'endospores chez les bactéries Gram-positives. Les endospores contiennent du dipicolinate de calcium, un composé qui est en grande partie responsable de la thermorésistance.

Les ions zinc et manganèse servent de cofacteurs dans plusieurs réactions enzymatiques. L'ion sodium (Na + ) n'est généralement pas requis par la plupart des bactéries, bien qu'il soit parfois ajouté dans les milieux de culture principalement pour le maintien d'une pression osmotique favorable du milieu.

La plupart des bactéries communes peuvent tolérer une concentration modérée de NaCl (3-4%), mais les micro-organismes marins nécessitent une concentration plus élevée pour leur croissance. Il existe des bactéries extrêmement tolérantes au sel (les halophiles) comme l'halobium qui ont besoin d'une concentration beaucoup plus élevée de NaCl (jusqu'à 20 %) pour maintenir leur intégrité cellulaire.

La composition élémentaire moyenne des cellules bactériennes sèches est représentée schématiquement sur la figure 7.12 :

11. Facteurs physiques influençant la croissance :

(i) Oxygène :

Sur la base de la relation avec l'oxygène, les micro-organismes sont classés en trois types principaux : aérobie, anaérobie et microaérophile. Alors que les organismes aérobies ont besoin de l'oxygène de l'air pour se développer, les organismes anaérobies - qui comprennent principalement des bactéries - sont incapables d'utiliser l'oxygène. Pour certains anaérobies obligatoires, l'oxygène est même toxique. Certains organismes capables de se développer à la fois en présence d'air ou en son absence sont appelés anaérobies facultatifs. Les organismes microaérophiles sont également aérobies, mais ils ne se développent qu'à une tension d'oxygène réduite.

Les organismes aérobies sont capables d'oxyder complètement les substrats en CO2 et H2O en utilisant l'oxygène comme accepteur d'hydrogène terminal. Dans ce processus de respiration, ils produisent de l'ATP dans le système de transport d'électrons par phosphorylation oxydative à partir d'ADP et de phosphate inorganique.

Les anaérobies obligatoires, d'autre part, ne peuvent oxyder les substrats que partiellement par fermentation, en raison de l'absence de voie de transport d'électrons liée au cycle de l'acide tricarboxylique (cycle TCA) et ils ne produisent de l'ATP que par phosphorylation au niveau du substrat.

Les anaérobies facultatifs sont essentiellement de deux types. Certains sont capables de changer leur métabolisme soit en fermentation soit en respiration aérobie en fonction des conditions environnementales, c'est-à-dire de l'absence ou de la présence d'oxygène.

L'autre groupe d'anaérobies facultatifs est constitué d'organismes respiratoires capables d'utiliser l'oxygène de l'air (lorsque l'air est présent), ou de composés inorganiques oxydés, comme le nitrate ou le sulfate (lorsque l'air est absent, c'est-à-dire dans des conditions anaérobies).

Dans des conditions anaérobies, ils effectuent la respiration dite des nitrates ou des sulfates, dans laquelle ces composés servent d'accepteur terminal d'électrons à la place de l'oxygène. Ils produisent de l'ATP par phosphorylation oxydative comme les organismes aérobies.

Les microaérophiles sont également des organismes respiratoires nécessitant de l'oxygène, mais ils ne peuvent se développer que lorsque la concentration en oxygène est considérablement inférieure à la normale. Cela est probablement dû à la sensibilité à l'oxygène de certaines de leurs enzymes vitales. Dans une culture liquide non agitée, ces bactéries forment une couche sous la surface où la concentration en oxygène est adaptée à leur croissance. En revanche, les organismes aérobies se développent à la surface et les anaérobies facultatifs ont tendance à s'accumuler au fond, s'ils se développent.

Les bactéries peuvent utiliser l'oxygène dissous dans le milieu de croissance. La solubilité de l'oxygène dans l'eau est faible et la plupart des bactéries sont bien adaptées à une telle concentration pour une croissance normale lorsqu'elles se développent à la surface de la gélose ou à l'interface air-liquide.

L'utilisation de fines couches de milieu de culture dans des récipients à large surface suffit généralement à la croissance normale de la plupart des organismes aérobies. Cependant, lorsque l'utilisation de plus grands volumes de milieu devient essentielle, un besoin d'arrangement supplémentaire pour l'aération se fait sentir.

Pour les cultures en flacons de laboratoire, un agitateur mécanique ayant un mouvement de va-et-vient (réciproque) ou un mouvement elliptique est couramment utilisé pour agiter les cultures liquides. Lorsque des volumes encore plus importants doivent être utilisés, des dispositions pour une aération forcée deviennent nécessaires.

Généralement, à cet effet, de l'air stérilisé est forcé à travers un sparger produisant des bulles d'air au niveau de la couche inférieure du fluide de culture. Les plus gros fermenteurs sont équipés d'arrangements plus sophistiqués pour l'aération. Pour les organismes anaérobies en croissance, l'oxygène doit être exclu du milieu de culture et de l'atmosphère existant dans la cuve de culture. Certains anaérobies sont quelque peu aérotolérants et peuvent se développer dans des milieux solides contenant des substances réductrices comme le thioglycolate, l'acide ascorbique ou la cystéine qui minimisent vraisemblablement l'effet toxique de l'oxygène en interagissant avec lui.

Pour la culture d'organismes anaérobies en culture liquide, des récipients généralement fermés remplis complètement du milieu fraîchement préparé sont utilisés. Si une atmosphère artificielle (phase gazeuse) est nécessaire, elle doit être exempte d'oxygène. Des conteneurs spécialement conçus (bocaux anaérobies) sont disponibles pour la culture des anaérobies.

(ii) Concentration en ions hydrogène :

La concentration en ions hydrogène [H + ] détermine l'acidité et l'alcalinité du milieu de culture et est communément exprimée par sa valeur de pH qui est le logarithme de l'inverse de la concentration en ions hydrogène (molécules-grammes par litre). La concentration en ions hydrogène de l'eau pure est de 1/10 7 moles par litre correspondant à un pH de 7,0 (neutre). Au fur et à mesure que [H + ] augmente, la valeur du pH diminue et l'acidité augmente. La diminution de [H + ] à partir du point neutre entraîne une augmentation de l'alcalinité.

Les relations sont illustrées à la Fig. 7.13 :

La plupart des bactéries préfèrent un milieu neutre à légèrement alcalin, tandis que les champignons et les algues se développent mieux dans des conditions légèrement acides. Pour chaque organisme, il existe un pH minimum, un optimum et un maximum, permettant la croissance. La gamme totale peut être assez large et s'étendre sur 2 à 3 unités de pH, ce qui correspond à une différence de 100 à 1 000 fois dans la concentration en ions hydrogène. Malgré cette grande variation, les organismes sont capables de se développer car la membrane cellulaire est à peine perméable à H + ou (OH) – . De ce fait, l'intérieur de la cellule reste plus ou moins neutre.

Les micro-organismes au cours de la croissance peuvent produire des substances acides ou alcalines en quantités considérables pour modifier le pH du milieu à un point tel qu'il s'avère inhibiteur. Par exemple, les bactéries nitrifiantes produisent des acides nitreux et nitrique comme produits d'oxydation et rendent le milieu très acide et impropre à la croissance. Une situation inverse prévaut en cas de bactéries uréolytiques ou protéolytiques. Ils produisent de l'ammoniac comme produit final qui rend le milieu fortement alcalin.

Pour contrôler ces changements extrêmes et défavorables du pH des milieux de culture, ceux-ci doivent être adéquatement tamponnés. Généralement, les phosphates acides et alcalins, comme le KH2P04 et K2HP04, sont utilisés dans les milieux bactériologiques. Une solution équimolaire de ces deux sels produit un pH de 6,8 qui convient à la croissance de nombreuses bactéries.

Si un organisme produit un acide dans le milieu, il réagit avec le phosphate alcalin en le transformant en forme acide. C'est le cas inverse lorsqu'un organisme a tendance à modifier le milieu alcalin en produisant une substance basique. Ainsi, les phosphates bien tolérés par la plupart des bactéries sont largement utilisés pour le tamponnage. En même temps, ils servent de source de phosphore.

Bien que le tamponnage du milieu s'avère généralement adéquat pour contrôler les changements de pH, parfois, comme dans le cas des bactéries nitrifiantes qui produisent des quantités abondantes d'acides, l'ajout de neutralisants insolubles comme les carbonates de calcium ou de magnésium devient nécessaire.

Les bactéries, en général, préfèrent un milieu de croissance neutre à légèrement alcalin. Mais il y a aussi des exceptions. Les bactéries qui se développent de manière optimale à pH acide sont appelées acidophiles et celles qui se développent préférentiellement à pH alcalin sont appelées alcalophiles.

Non seulement les bactéries (à la fois les eubactéries et les archéobactéries) mais aussi un certain nombre d'algues, de champignons ou même de flagellés sont dotés de telles propriétés. De nombreux organismes acidophiles sont simultanément thermophiles. Quelques exemples de bactéries acidophiles sont Acetobacter acidophilum (pH optimal 3), Thiobacillus thiooxidans (plage de pH pour la croissance 0,9-4,5), Bacillus acidocaldarius (plage de pH pour la croissance 2-6, opt. 3), Thennoplasma acidophilum (pH 1-2) , Sulfolobus acidocaldarius (plage de pH 1,5-3,5), Les organismes non bactériens qui peuvent se développer dans un pH acide comprennent Cyanidium caldarium (algue eucaryote, pH 2-3), Chlorella ellipsoidea (pH 2), Chlamydomonas acidophila (pH 2), Polytomella caeca (pH 1,4 — flagellé). Certains champignons, comme les espèces de Cephalosporium, Trichosporon, Aspergillus, Penicillium et Fusarium, peuvent également se développer dans des milieux considérablement acides.

Les vrais organismes alcalophiles ont une gamme de pH pour une croissance variant entre 8-11 ou même plus. Ils comprennent des algues bleu-vert, par ex. Spirulline et Synechococcus, vraies bactéries, comme Bacillus alcalophilus et plusieurs autres bacilles et quelques archaebactéries, comme Natronobacterium sp., Methanobacterium thermoalcalophilum etc.

(iii) Température :

La température est l'une des variables les plus importantes pour la croissance. Pour chaque organisme, il existe une plage de température propice à sa croissance. À un extrême de cette plage se trouve une température minimale où la croissance peut commencer et à l'autre extrême se trouve le maximum où la croissance s'arrête brusquement. Entre les deux extrêmes, il existe une température optimale où le taux de croissance est maximal.

Sur la base des relations de température, les micro-organismes sont classiquement divisés en trois grands groupes : les psychrophiles, les mésophiles et les thermophiles. Les psychrophiles sont des organismes qui aiment le froid et qui poussent dans des habitats marins ou alpins. Beaucoup d'entre eux peuvent se multiplier à 0°C ou même à des températures inférieures à zéro et ont un taux de croissance maximum entre 16°C et 20°C.

Des exemples bien connus de bactéries psychrophiles sont les Photo-bacterium sp. et Gallionella ferruginosa oxydant le fer (temp. opt. 6°C). Par ailleurs, plusieurs espèces marines de Pseudomonas et quelques espèces de Bacillus isolées des glaciers appartiennent à ce groupe.


Combien d'espèces sur Terre ? Environ 8,7 millions, selon une nouvelle estimation

Huit millions sept cent mille espèces (plus ou moins 1,3 million).

Il s'agit d'un nouveau nombre total estimé d'espèces sur Terre - le calcul le plus précis jamais proposé - avec 6,5 millions d'espèces trouvées sur terre et 2,2 millions (environ 25 pour cent du total) vivant dans les profondeurs océaniques.

Annoncé aujourd'hui par les scientifiques du Census of Marine Life, le chiffre est basé sur une technique analytique innovante et validée qui réduit considérablement la plage des estimations précédentes. Jusqu'à présent, le nombre d'espèces sur Terre se situait entre 3 et 100 millions.

De plus, l'étude publiée par Biologie PLoS, affirme que 86 % de toutes les espèces terrestres et 91 % de celles des mers n'ont pas encore été découvertes, décrites et cataloguées.

Selon l'auteur principal Camilo Mora de l'Université d'Hawaï et de l'Université Dalhousie à Halifax, Canada : « La question de savoir combien d'espèces existent a intrigué les scientifiques depuis des siècles et la réponse, associée aux recherches menées par d'autres sur la distribution et l'abondance des espèces, est particulièrement importante. maintenant parce qu'une multitude d'activités et d'influences humaines accélèrent le rythme des extinctions. De nombreuses espèces peuvent disparaître avant même que nous sachions leur existence, leur niche et leur fonction uniques dans les écosystèmes, et leur contribution potentielle à l'amélioration du bien-être humain.

«Ce travail déduit le nombre le plus élémentaire nécessaire pour décrire notre biosphère vivante», explique le co-auteur Boris Worm de l'Université Dalhousie. « Si nous ne savions pas – même par un ordre de grandeur (1 million ? 10 millions ? 100 millions ?) – le nombre de personnes dans une nation, comment planifierions-nous l'avenir ?

"C'est la même chose avec la biodiversité. L'humanité s'est engagée à sauver les espèces de l'extinction, mais jusqu'à présent, nous n'avions aucune idée réelle de leur nombre."

Le Dr Worm note que la Liste rouge récemment mise à jour publiée par l'Union internationale pour la conservation de la nature a évalué 59 508 espèces, dont 19 625 sont classées comme menacées. Cela signifie que la Liste rouge de l'UICN, l'étude en cours la plus sophistiquée en son genre, surveille moins de 1 % des espèces mondiales.

La recherche est publiée avec un commentaire de Lord Robert May d'Oxford, ancien président de la Royal Society du Royaume-Uni, qui fait l'éloge de la "nouvelle approche imaginative" des chercheurs.

« C'est un témoignage remarquable du narcissisme de l'humanité que nous sachions que le nombre de livres à la Bibliothèque du Congrès des États-Unis le 1er février 2011 était de 22 194 656, mais nous ne pouvons pas vous dire - à un ordre de grandeur près - combien d'espèces distinctes de les plantes et les animaux avec lesquels nous partageons notre monde », écrit Lord May.

« (N) nous reconnaissons de plus en plus qu'une telle connaissance est importante pour une pleine compréhension des processus écologiques et évolutifs qui ont créé, et qui luttent pour maintenir, les diverses richesses biologiques dont nous sommes héritiers. Une telle biodiversité est bien plus que de la beauté et de l'émerveillement, C'est aussi important. Il sous-tend également les services écosystémiques dont, bien que non comptabilisés dans le PIB conventionnel, l'humanité dépend.

Tirer les conclusions de 253 ans de taxonomie depuis Linné

Le scientifique suédois Carl Linnaeus a créé et publié en 1758 le système encore utilisé pour nommer et décrire formellement les espèces. Au cours des 253 années qui ont suivi, environ 1,25 million d'espèces - environ 1 million sur terre et 250 000 dans les océans - ont été décrites et entrées dans des bases de données centrales (environ 700 000 autres auraient été décrites mais n'ont pas encore atteint les bases de données centrales ).

Jusqu'à présent, la meilleure approximation du total des espèces de la Terre était basée sur les suppositions et les opinions éclairées d'experts, qui ont diversement classé le chiffre dans une fourchette de 3 à 100 millions – des nombres très différents mis en doute car il n'y a aucun moyen de les valider.

Drs. Mora et Worm, ainsi que leurs collègues de Dalhousie Derek P. Tittensor, Sina Adl et Alastair G.B. Simpson, a affiné le total estimé des espèces à 8,7 millions en identifiant des modèles numériques au sein du système de classification taxonomique (qui regroupe les formes de vie dans une hiérarchie pyramidale, classée de l'espèce au genre, à la famille, à l'ordre, à la classe, au phylum, au royaume et au domaine ).

En analysant le regroupement taxonomique des 1,2 million d'espèces figurant aujourd'hui dans le Catalogue de la vie et le Registre mondial des espèces marines, les chercheurs ont découvert des relations numériques fiables entre les niveaux taxonomiques supérieurs les plus complets et le niveau de l'espèce.

Selon le Dr Adl : « Nous avons découvert qu'en utilisant les chiffres des groupes taxonomiques supérieurs, nous pouvons prédire le nombre d'espèces. L'approche a prédit avec précision le nombre d'espèces dans plusieurs groupes bien étudiés tels que les mammifères, les poissons et les oiseaux, ce qui donne confiance dans la méthode."

Appliquée aux cinq règnes de vie eucaryotes* connus sur Terre, l'approche a prédit :

Total : 8,74 millions d'espèces eucaryotes sur Terre.

(* Remarques : les organismes du domaine eucaryote ont des cellules contenant des structures complexes enfermées dans des membranes. L'étude n'a examiné que les formes de vie auxquelles les scientifiques ont accordé ou potentiellement le statut d'« espèce ». Non inclus : certains micro-organismes et virus « types », par exemple, qui peuvent être très nombreux.)

Sur le total de 8,74 millions, on estime à 2,2 millions (plus ou moins 180 000) d'espèces marines de toutes sortes, dont environ 250 000 (11 %) ont été décrites et cataloguées. Lorsqu'il s'est officiellement conclu en octobre 2010, le recensement de la vie marine a proposé une estimation prudente de plus d'un million d'espèces dans les mers.

"Comme les astronomes, les scientifiques marins utilisent de nouveaux outils et techniques sophistiqués pour scruter des endroits jamais vus auparavant", a déclaré l'Australien Ian Poiner, président du comité directeur scientifique du recensement. "Au cours du recensement de 10 ans, des centaines d'explorateurs marins ont eu l'expérience humaine unique et le privilège de rencontrer et de nommer des animaux nouveaux pour la science. Nous pouvons clairement profiter de l'ère de la découverte pendant de nombreuses années à venir."

« L'immense effort pour saisir toutes les espèces connues dans des bases de données taxonomiques telles que le Catalogue de la vie et le Registre mondial des espèces marines rend notre analyse possible », déclare le co-auteur Derek Tittensor, qui travaille également avec Microsoft Research et le programme World Conservation du Programme des Nations Unies pour l'environnement. Centre de surveillance. "Au fur et à mesure que ces bases de données grandissent et s'améliorent, notre méthode peut être affinée et mise à jour pour fournir une estimation encore plus précise."

« Nous commençons seulement à découvrir l'immense variété de la vie qui nous entoure », déclare le co-auteur Alastair Simpson. « On pense que les environnements les plus riches pour la prospection de nouvelles espèces sont les récifs coralliens, la boue des fonds marins et les sols tropicaux humides. Mais les formes de vie plus petites ne sont connues nulle part. Certaines espèces inconnues vivent dans nos propres arrière-cours – littéralement.

"En attente de notre découverte, un demi-million de champignons et de moisissures dont les proches ont donné du pain et du fromage à l'humanité", a déclaré Jesse Ausubel, vice-président de la Fondation Alfred P. Sloan et co-fondateur du Census of Marine Life. "Pour la découverte d'espèces, le 21ème siècle peut être un siècle fongique!"

M. Ausubel note l'énigme de l'existence d'une telle diversité, affirmant que la réponse réside peut-être dans l'idée que la nature remplit chaque niche et que les espèces rares sont sur le point de bénéficier d'un changement de conditions.

Dans son analyse, Lord May affirme que les avantages pratiques de la découverte taxonomique sont nombreux, citant le développement dans les années 1970 d'une nouvelle souche de riz basée sur un croisement entre des espèces conventionnelles et une autre découverte dans la nature. Le résultat : 30 % de rendement en grains en plus, suivis d'efforts depuis lors pour protéger toutes les variétés sauvages de riz, "ce qui ne peut évidemment être fait que si nous avons les connaissances taxonomiques appropriées".

"Compte tenu des problèmes imminents liés à l'alimentation d'une population mondiale toujours croissante, les avantages potentiels d'une accélération de cette exploration sont clairs."

Sur la base des coûts et des exigences actuels, l'étude suggère que la description de toutes les espèces restantes à l'aide d'approches traditionnelles pourrait nécessiter jusqu'à 1 200 ans de travail par plus de 300 000 taxonomistes pour un coût approximatif de 364 milliards de dollars. Heureusement, de nouvelles techniques telles que le codage à barres ADN réduisent radicalement le coût et le temps nécessaires à l'identification de nouvelles espèces.

Le Dr Mora conclut : « Avec l'heure de l'extinction qui avance maintenant plus vite pour de nombreuses espèces, je pense que l'accélération de l'inventaire des espèces de la Terre mérite une haute priorité scientifique et sociétale. : Qu'est-ce qui vit sur Terre ?"


Le fonctionnement microbien fait référence à l'activité microbienne car seuls les micro-organismes actifs sont à l'origine des processus biogéochimiques. Malgré l'importance de actif micro-organismes, la plupart des méthodes se concentrent sur l'estimation le total biomasse microbienne et ne parviennent pas à évaluer sa fraction active. Dans un premier temps, nous avons décrit les différences entre les actif, potentiellement actif, et dormant états microbiens dans le sol et valeurs seuils suggérées des paramètres pour leur identification. Deuxièmement, nous avons examiné de manière critique la capacité d'un large éventail d'approches à estimer et à caractériser les micro-organismes actifs et potentiellement actifs dans le sol. Les approches suivantes ont été évaluées : la numération sur plaque et la microscopie directe des cultures microbiennes combinées à la coloration des cellules ATP, PLFA, analyses des microréseaux d'ADN et d'ARN Approches basées sur la PCR Sondage des isotopes stables protéomique du sol, activité des enzymes et diverses approches basées sur la respiration et l'utilisation du substrat. Les approches « statiques », principalement basées sur la détermination en une seule étape des composants cellulaires (ATP, ADN, ARN et biomarqueurs moléculaires), détectent bien la présence de microorganismes et de biomasse totale, mais elles échouent à évaluer la partie active et par conséquent la les fonctions. En revanche, les approches dynamiques, estimant les changements de ces paramètres au cours de la croissance microbienne et basées sur les taux de traitement : l'utilisation du substrat et la formation de produits, par exemple la respiration, aident à évaluer la biomasse microbienne active et à la relier à des taux de traitement spécifiques. Sur la base d'une comparaison de toutes les approches pour leur universalité (possibilité d'analyser des micro-organismes actifs, potentiellement actifs et dormants), nous avons conclu que 1) la microscopie directe avec des colorations complémentaires, 2) une combinaison de FISH à base d'ARN avec coloration de la biomasse microbienne totale, et 3) les approches basées sur la croissance microbienne étaient les plus avantageuses et permettaient une estimation quantitative simultanée de actif, potentiellement actif, et dormant micro-organismes dans le sol.

Les actif les micro-organismes ne composent qu'environ 0,1 à 2 % de la le total biomasse microbienne et dépassent très rarement 5% dans les sols sans apport de substrats facilement disponibles. Néanmoins, la fraction de potentiellement actif micro-organismes (prêts à commencer à utiliser les substrats disponibles en quelques heures) est beaucoup plus élevé, contribuant entre 10 et 40 % (jusqu'à 60 %) de la biomasse microbienne totale. Par conséquent, nous insistons sur le rôle de potentiellement actif micro-organismes avec une réponse rapide à l'apport de substrat fluctuant dans les microhabitats du sol et les points chauds.

La transition de l'état potentiellement actif à l'état actif se produit en quelques minutes à quelques heures, mais le passage de l'état dormant à l'état actif prend de quelques heures à quelques jours. Malgré une activation très rapide, le processus inverse – passant au stade potentiellement actif et dormant – nécessite une période beaucoup plus longue et est très différent selon les critères individuels : ATP, ADN, ARN, production d'enzymes, taux de respiration. Cela conduit à des difficultés supplémentaires dans l'estimation de la partie active de la communauté microbienne par des méthodes basées sur ces paramètres. Par conséquent, la normalisation, l'élaboration plus poussée et l'application à grande échelle d'approches axées sur la portion de micro-organismes actifs dans le sol et leurs fonctions sont nécessaires de toute urgence. Nous concluons que parce que les micro-organismes actifs sont les seuls moteurs microbiens des principaux processus biogéochimiques, les analyses des fractions actives et potentiellement actives sont nécessaires dans les études axées sur les fonctions du sol.


Utiliser des dilutions pour trouver des UFC

La procédure pour trouver les UFC d'un échantillon donné consiste d'abord à diluer cet échantillon. Les dilutions sont ensuite étalées sur des plaques avec le milieu de croissance approprié. Les dilutions multiples sont souvent une bonne idée car l'échantillon d'origine peut être très concentré.

Après avoir laissé les bactéries se développer sur les plaques pendant un laps de temps donné, colonies individuelles sont comptés sur une assiette. Si l'échantillon était trop concentré, alors au lieu de colonies individuelles, vous verrez une grande zone couverte de croissance bactérienne qui s'appelle un pelouse. Cela signifie que vous devez diluer davantage votre échantillon et essayer à nouveau de cultiver afin de pouvoir voir les colonies individuelles.

Comme les colonies individuelles proviennent d'une seule bactérie qui s'est répliquée plusieurs fois, seules celles-ci comptent pour le CFU.


Estimations révisées du nombre de cellules humaines et bactériennes dans le corps

Les valeurs rapportées dans la littérature sur le nombre de cellules dans le corps diffèrent par ordre de grandeur et sont très rarement étayées par des mesures ou des calculs. Ici, nous intégrons les informations les plus récentes sur le nombre de cellules humaines et bactériennes dans le corps. Nous estimons le nombre total de bactéries dans l'« homme de référence » de 70 kg à 3,8·1013. Pour les cellules humaines, nous identifions le rôle dominant de la lignée hématopoïétique dans le nombre total (≈90 %) et révisons les estimations passées à 3,0·1013 cellules humaines. Notre analyse met également à jour le rapport 10:1 largement cité, montrant que le nombre de bactéries dans le corps est en fait du même ordre que le nombre de cellules humaines et que leur masse totale est d'environ 0,2 kg.

Déclaration de conflit d'intérêts

Les auteurs ont déclaré qu'ils n'existaient pas de conflit d'intérêts.

Les figures

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Fig 1. Dos de l'enveloppe estimation du nombre de cellules chez un adulte…

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Fig 2. La distribution du nombre de cellules humaines par type cellulaire.

Fig 3. Distribution du nombre de cellules et…

Fig 3. Distribution du nombre de cellules et de la masse pour différents types de cellules chez l'humain…


Il y a 37,2 billions de cellules dans votre corps

Combien de cellules composent votre corps ? Il n'est en fait pas si facile de répondre à cette simple question. Mais récemment, les scientifiques ont fait un assez bon effort. Et leur décompte final est de 󈻽.2 billion.

Le calcul du nombre de cellules dans le corps humain est délicat. Une partie du problème est que l'utilisation de différentes métriques vous donne des résultats très différents. Deviner en fonction du volume vous donne une estimation de 15 000 milliards de cellules estimées en poids et vous vous retrouvez avec 70 000 milliards. Carl Zimmer à National Geographic explique :

Donc, si vous choisissez le volume ou le poids, vous obtenez des chiffres radicalement différents. Pire encore, nos corps ne sont pas remplis de cellules de manière uniforme, comme un pot rempli de bonbons à la gelée. Les cellules sont de tailles différentes et poussent à des densités différentes. Regardez un bécher de sang, par exemple, et vous constaterez que les globules rouges sont bien emballés. Si vous utilisez leur densité pour estimer les cellules d'un corps humain, vous arriverez à 724 billions de cellules. Les cellules de la peau, en revanche, sont si rares qu'elles vous donnent une estimation dérisoire de 35 milliards de cellules.

Comment ces chercheurs ont-ils trouvé 37 200 milliards de dollars ? Ils ont en fait décomposé le nombre de cellules par organes et types de cellules, en parcourant la littérature disponible pour dresser une liste détaillée des volumes et des densités dans tout, des intestins aux genoux. Ainsi, par exemple, il y a 50 milliards de cellules graisseuses dans un corps moyen et 2 milliards de cellules musculaires cardiaques. En additionnant tout cela, ils ont obtenu 37,2 millions. (Au fait, cela n'inclut aucun des millions de microbes qui vivent sur vous.)

Les auteurs soulignent qu'il ne s'agit pas simplement d'une bonne question de pub. L'utilisation du nombre de cellules et sa comparaison avec la moyenne peuvent aider les médecins à identifier les problèmes. "Connaître le nombre total de cellules du corps humain ainsi que des organes individuels est important d'un point de vue culturel, biologique, médical et de modélisation comparative", écrivent-ils.

À propos de Rose Eveleth

Rose Eveleth est rédactrice pour Smart News et productrice/conceptrice/rédactrice scientifique/animatrice basée à Brooklyn. Son travail est paru dans le New York Times, Scientifique américain, Collisionneur d'histoire, TED-Ed et Sur Terre.


Les gardiens de la galaxie microbienne

En 1986, Yiu-Kwok Chan d'Agriculture Canada a identifié une nouvelle espèce bactérienne. Suivant un protocole standard, il l'a déposé dans l'American Type Culture Collection (ATCC), un référentiel où les scientifiques stockent de nouvelles souches microbiennes. Il est resté là pendant des décennies jusqu'en 2020, année où il a été remarqué par Roland Wilhelm, chercheur postdoctoral à l'Université Cornell, pour avoir une ressemblance frappante avec un autre groupe de bactéries. Wilhelm a obtenu un flacon de la souche Chan&rsquos de l'ATCC et a utilisé une nouvelle technologie de séquençage de l'ADN pour confirmer que la souche de 1986 était en fait une espèce du Paraburkholderia bactérie qu'il étudiait actuellement. Cette révélation n'a été possible que grâce aux archives bactériennes, qui ont servi de lien central entre ces deux chercheurs à travers différentes époques de la science.

Garder une trace de l'évolution microbienne mondiale est une tâche difficile. Les microbes forment de nouvelles espèces plus rapidement que les humains et que de nombreux autres animaux à reproduction sexuée, et le nombre d'espèces microbiennes découvertes par les scientifiques n'a cessé de croître au fil des ans. Cependant, certaines estimations suggèrent que les taux d'extinction bactérienne sont si proches du taux de formation de nouvelles espèces que la plupart des lignées bactériennes qui ont jamais existé sont maintenant éteintes. Les microbes sont connus pour être essentiels au cycle des nutriments, à la productivité agricole et à la santé des sols, produisant des antibiotiques et des composés anticancéreux et protégeant notre santé intestinale et notre système immunitaire. Cependant, nous continuons d'explorer et d'apprendre sur le monde microbien, ce qui rend d'autant plus important la réflexion sur la conservation microbienne.

Les collections de cultures préservent la diversité microbienne, tout comme une banque de graines préserve la diversité génétique végétale. Le World Data Center for Microorganisms signale une collection de cultures microbiennes dans presque toutes les régions du monde et, ensemble, elles contiennent plus de deux millions de cultures bactériennes, fongiques et virales. Ce nombre n'est qu'une petite fraction de la diversité microbienne prolifique de la Terre.

Les collections de cultures microbiennes peuvent recevoir des échantillons de n'importe où dans le monde, mais certains endroits produisent plus de microbes que d'autres. La collection de ressources microbiennes Jena reçoit des cultures du monde entier, mais en particulier de pays asiatiques, selon Michael Ramm, membre du personnel du JMRC. Certains pays ou institutions sont actuellement des points chauds de découverte microbienne et abritent des efforts d'isolement à grande échelle. Nous entendons souvent parler de points chauds de la biodiversité et d'histoires d'extinction d'avertissement comme l'oiseau dodo, mais la conservation microbienne fait rarement partie de la conversation publique.

L'une des raisons pour lesquelles nous ne pensons pas à la conservation microbienne est que la plupart des microbes sont invisibles à l'œil nu et difficiles à cultiver en dehors de leur habitat naturel. Moins de 2% des bactéries environnementales peuvent être cultivées en laboratoire. Cela rend le stockage et la culture des microbes un processus délicat qui nécessite de trouver une combinaison insaisissable de nutriments, de sels et de conditions atmosphériques. Les scientifiques peuvent mettre des mois, voire des années, à extraire un microbe de son habitat.

Les chercheurs ont besoin de référentiels tels que les collections de cultures mondiales pour assurer la préservation à long terme des précieuses cultures qui peuvent être cultivées. Kirk Broders, conservateur de la NRRL Culture Collection à Peoria, dans l'Illinois, est enthousiasmé par le potentiel de telles collections. &ldquoConnecter et fournir des ressources aux chercheurs du monde entier qui mènent des recherches intéressantes . est la partie la plus excitante de mon travail. Il y a aussi la joie simple de cultiver, faire pousser et admirer la ménagerie colorée de beaux champignons et bactéries.&rdquo

À première vue, il peut sembler que ces collections cataloguent des cultures un peu comme un musée microbien. Cependant, la vraie valeur de ces dépôts réside dans leur potentiel scientifique. Le prochain nouvel antibiotique, un composé qui guérit le cancer ou un microbe qui réduit les émissions de gaz à effet de serre pourrait se cacher dans ces flacons. "En science, il peut être difficile de prédire quelles souches biologiques peuvent devenir cliniquement significatives", explique Sarah Alexander, conservatrice de la National Collection of Type Cultures (NCTC). &ldquoLorsqu'un scientifique dépose des souches, ce matériau est disponible pour la prochaine génération de scientifiques et sera toujours récupérable.&rdquo

Les collections permettent aux scientifiques de s'assurer que la souche avec laquelle ils travaillent aujourd'hui est la même que celle utilisée dans une étude il y a 30 ans, comme dans l'histoire de Wilhelm. C'est pourquoi de nombreuses collections de cultures commencent à durcir les restrictions pour qu'une souche soumise soit reconnue comme membre officiel de la collection. Dans le passé, l'examen microscopique d'une culture aurait pu s'avérer suffisant, mais les référentiels comme le NRRL commencent maintenant à exiger une mesure de sécurité supplémentaire qui empêche la contamination : la séquence génétique de la souche soumise doit correspondre à ce que le scientifique a trouvé en laboratoire. De nombreux microbes peuvent également évoluer très rapidement, et même quelques mois de vie en laboratoire peuvent donner à une souche un aspect différent de celui de sa première identification. Une fois qu'un microbiologiste a vérifié que les séquences de gènes correspondent, les souches sont stockées par cryoconservation, le processus de stockage à long terme utilisant des températures ultrafroides ou une congélation éclair avec de l'azote liquide.

Les collections culturelles sont clairement des entités critiques qui contribuent à rendre la science plus ouverte, collaborative et reproductible. Ils préservent la diversité microbienne actuelle de la Terre et peuvent détenir les clés microscopiques pour résoudre de nombreux défis mondiaux urgents. Ce sont également les bibliothèques du monde microbien et chaque souche a une histoire unique. Le premier isolat bactérien du NCTC a été isolé d'un soldat de la Première Guerre mondiale et est utilisé pour lutter contre la dysenterie. Alexander est conscient de l'histoire et de la promesse des variétés. &ldquoMaintenir, préserver et développer la collection qui contient plus de 6 000 souches de plus de 900 espèces bactériennes différentes est un privilège. Une collection de cultures est un dépôt biologique. ce qui nous permet de préserver ces expositions vivantes pour nous assurer qu'elles sont disponibles pour la recherche.&rdquo


La microbiologie en chiffres

L'échelle de la vie dans le monde microbien est telle que des nombres étonnants deviennent monnaie courante. Ces chiffres peuvent être des sources d'inspiration pour les personnes sur le terrain et utilisés pour inspirer la crainte à la prochaine génération de microbiologistes.

"si tous les virus 1 × 10 31 sur terre étaient mis bout à bout, ils s'étendraient sur 100 millions d'années-lumière."

En science, les nombres peuvent devenir si compliqués que leur sens s'en perd. Pour donner de la pertinence à ces quantités inimaginables, il est souvent utile de faire une comparaison avec d'autres grands nombres (mais plus gérables), et nulle part il n'est plus approprié de le faire que dans le domaine de la microbiologie, où des nombres époustouflants sont à être trouvé partout où l'on regarde. Ici, nous rassemblons quelques chiffres impressionnants que l'on trouve en microbiologie, provenant de nos abonnés sur Twitter (@NatureRevMicro). Les exemples ci-dessous sont pour la plupart basés sur des calculs « au dos de l'enveloppe » et doivent donc être considérés comme ils ont été conçus : des chiffres approximatifs visant à inspirer. Peut-être un peu à juste titre, le nombre de mots qui tiendront sur cette page a empêché l'inclusion de références, mais celles qui ont été fournies peuvent être trouvées dans Informations supplémentaires S1 (encadré).

L'astronomie est un domaine habitué à traiter de grands nombres, mais ceux-ci peuvent être éclipsés par rapport à la vie à l'échelle microbienne. Par exemple, si tous les virus 1 × 10 31 sur terre étaient mis bout à bout, ils s'étendraient sur 100 millions d'années-lumière. De plus, il y a 100 millions de fois plus de bactéries dans les océans (13 × 10 28 ) que d'étoiles dans l'univers connu. Le taux d'infection virale dans les océans est de 1 × 10 23 infections par seconde, et ces infections éliminent chaque jour 20 à 40 % de toutes les cellules bactériennes. En se déplaçant sur la terre ferme, le nombre de micro-organismes dans une cuillère à café de sol (1 × 10 9 ) est le même que le nombre d'humains vivant actuellement en Afrique. Plus étonnant encore, la plaque dentaire est si dense qu'un gramme contiendra environ 1 × 10 11 bactéries, soit à peu près le même nombre d'humains ayant jamais vécu. Pas si denses mais impressionnantes tout de même, les bactéries présentes dans l'intestin humain moyen pèsent environ 1 kilogramme, et un adulte humain excrétera son propre poids en bactéries fécales chaque année. Le nombre de gènes contenus dans cette flore intestinale est 150 fois supérieur à celui contenu dans notre propre génome, et même dans notre génome, 8% de l'ADN est dérivé de restes de génomes viraux.

Les nombres microbiologiques peuvent également couvrir des échelles énormes dans l'espace et le temps. Par exemple, le plus grand mycélium fongique contigu connu couvrait une superficie de 2 400 acres (9,7 kilomètres carrés) sur un site de l'est de l'Oregon, aux États-Unis. À l'autre extrémité de l'échelle, il y a 958 980 atomes dans un seul virion du virus simien 40 (SV40). À l'échelle temporelle, les micro-organismes peuvent devenir dormants ou former des spores et survivre pendant de longues périodes. Par exemple, certaines bactéries viables extraites de l'ambre ont été estimées âgées de 34 000 à 170 000 ans.

Les chiffres les plus effrayants en microbiologie concernent peut-être les micro-organismes pathogènes. Dans le monde, 16 millions de personnes meurent chaque année de maladies infectieuses, et bon nombre de ces décès sont évitables. Environ une personne sur 12, soit 500 millions de personnes dans le monde, vit avec une hépatite virale chronique, et le nombre estimé de nouvelles infections à chlamydia par an est d'environ 50 millions, soit plus que la population de la Corée du Sud. La bactérie Clostridium botulinum produit une toxine si puissante que 3 grammes suffiraient à tuer la population du Royaume-Uni et 400 grammes tueraient tout le monde sur la planète.

Au total, il existe ∼ 1 400 espèces connues d'agents pathogènes humains (y compris des virus, des bactéries, des champignons, des protozoaires et des helminthes), et bien que cela puisse sembler un grand nombre, les agents pathogènes humains représentent beaucoup moins de 1 % du nombre total d'agents microbiens. espèces sur la planète. Sur ce point, en ignorant les questions sur ce qui constitue réellement une espèce, les estimations du nombre total d'espèces microbiennes varient énormément, allant de 120 000 à des dizaines de millions et plus. Une partie de la raison de cette large gamme est que nous n'avons séquencé que 1 × 10 -22% de l'ADN total sur Terre (bien que le Earth Microbiome Project devrait améliorer considérablement ce chiffre à 1 × 10 -20 % au cours des 3 prochaines années). Cela signifie que la fraction de diversité microbienne que nous avons échantillonnée à ce jour est effectivement nulle, une belle entité abstraite pour terminer.

Ces exemples effleurent à peine la surface du monde merveilleux de la microbiologie, et nous encourageons les lecteurs à continuer de nous aider à dresser une liste des chiffres qui suscitent l'intérêt pour le domaine. Publiez vos exemples sur Twitter sur @NatureRevMicro et incluez le hashtag #microbiologybynumbers.


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