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Traiter l'hétérochromatine lors de la réplication de l'ADN

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L'hétérochromatine est présente le long du chromosome (état non enroulé). Avec la structure hautement condensée par rapport à l'euchromatine, l'ARN polymérase ne peut pas pénétrer dans les paires de bases d'ADN dans l'hétérochromatine et démarrer la transcription.

Question: Au cours de la réplication de l'ADN, l'hétérochromatine doit également être répliquée car elle fait partie du chromosome. Par conséquent, je voudrais demander si les topoisomérases elles-mêmes peuvent dérouler ce super-enroulement extrême ou si d'autres enzymes / mécanismes sont impliqués dans le déroulement de l'hétérochromatine pendant la réplication de l'ADN.

(J'ai cette question en tête parce que je ne sais pas si le même mécanisme de déroulement de la topoisomérase peut être appliqué au super-enroulement formé dans l'hétérochromatine déjà condensée par rapport à l'euchromatine) Merci.


Frontières en celluleet biologie du développement

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    Réplication de l'ADN à travers un environnement de chromatine

    Le compactage du génome dans l'espace nucléaire est obtenu en enroulant l'ADN autour d'assemblages octamériques de protéines histones pour former des nucléosomes, l'unité répétitive fondamentale de la chromatine. En plus de fournir un moyen d'insérer des génomes plus gros dans la cellule, la chromatinisation de l'ADN est un moyen crucial par lequel la cellule régule l'accès au génome. Alors que le rôle complexe que joue la chromatine dans la transcription des gènes est apprécié depuis longtemps, il est maintenant également évident que des aspects cruciaux de la réplication de l'ADN sont liés à la biologie de la chromatine. Cette revue se concentrera sur les progrès récents dans notre compréhension de la façon dont l'environnement de la chromatine influence les aspects clés de la réplication de l'ADN.

    Cet article fait partie du numéro thématique « Modificateurs et remodeleurs de la chromatine dans la réparation et la signalisation de l'ADN ».

    1. Introduction aux origines de réplication

    La duplication haute fidélité du génome est une condition de base pour la viabilité des organismes. Ainsi, comprendre comment le génome code l'information pour sa propre duplication est la question prédominante dans le domaine de la réplication de l'ADN. L'objectif initial des premières études était d'identifier comment la réplication est initiée. Travail fondateur en Escherichia coli ont révélé que la synthèse de l'ADN est initiée à partir d'un seul point sur le chromosome (origine) et se déroule dans les deux sens jusqu'à ce que les deux fourches de réplication fusionnent et se terminent [1]. Les E. coli origine chromosomique de réplication (oriC) est spécifié par un seul élément de séquence conservé qui est ensuite lié par des composants du réplisome bactérien avant d'initier la synthèse [2].

    Contrairement à la situation des bactéries, les eucaryotes utilisent des origines multiples qui doivent être déclenchées à intervalles réguliers pour répliquer efficacement les plus gros chromosomes au cours de chaque phase S [3]. Les origines de la levure bourgeonnante sont délimitées par des éléments de séquence conservés appelés séquence à réplication autonome (ARS) [4]. C'est sur ces sites que se déroulent les deux étapes essentielles et discrètes de l'activation d'origine : la licence d'origine et le déclenchement d'origine. L'octroi de licence est médié par l'assemblage du complexe de pré-réplication (pré-RC), qui implique la liaison du complexe de reconnaissance d'origine hexamère (ORC) à l'origine, suivie du chargement du complexe hélicase de maintenance du mini-chromosome (MCM) sur l'ADN par ORC, avec Cdc6 et Cdt1. Le complexe hélicase MCM chargé mais inactif consiste en un double hexamère de protéines MCM2-7 qui encerclent l'ADN double brin [5,6]. Dans G1, toute origine sous licence a le potentiel d'être déclenchée dans la phase S suivante, mais le déclenchement de l'origine dépend de l'assemblage de plusieurs facteurs supplémentaires, notamment CDC45 et GINS, qui sont régulés par deux protéines kinases régulées par le cycle cellulaire : Dbf4 kinase dépendante (DDK) et kinase dépendante de la cycline (CDK) [7]. Après activation, le complexe CDC45-MCM2-7-GINS (CMG) peut commencer la translocation et le déroulement du génome parental, permettant la synthèse d'ADN par les ADN polymérases réplicatives.

    2. La chromatine et l'initiation de la réplication de l'ADN

    La séparation temporelle de l'assemblage et de l'activation pré-RC représente une garantie contre la sur-réplication, mais les déterminants spécifiques qui dictent quelles origines se déclenchent dans une phase S donnée ne sont pas complètement compris. Chez la levure, le nombre de séquences pouvant spécifier des origines dépasse de loin le nombre réel d'origines utilisées en phase S [8] et, dans les cellules de mammifères, moins de 10 % des origines autorisées sont effectivement utilisées dans une cellule donnée [9].

    De nombreux éléments de preuve indiquent un rôle important de la chromatine dans la régulation de la réplication de l'ADN. Dans le cas de la spécification de l'origine, récemment mis au point in vitro Les systèmes de réplication de levures bourgeonnantes ont mis en évidence comment la chromatine aide à spécifier les sites d'initiation [10,11]. Contrairement à la situation in vivo, l'assemblage pré-RC et l'initiation sur l'ADN matrice nue ne dépendent pas de séquences d'initiateurs spécifiques [12,13]. Cependant, la chromatinisation de la matrice influence considérablement la capacité de l'ORC à se lier de manière stable à l'ADN de telle sorte qu'une liaison efficace et in vitro la réplication nécessite une séquence consensus (ACS), qui est un site de liaison ORC de haute affinité [10,11]. Cette découverte correspond bien aux données de la levure en herbe où la structure de la chromatine près des origines de réplication semble être étroitement contrôlée : 14] en effet la fonction d'origine est inhibée par l'empiètement des nucléosomes adjacents dans la région appauvrie en nucléosomes [15,16].

    Alors que la levure bourgeonnante repose sur des éléments de séquence d'ADN pour la spécification de l'origine, la situation des métazoaires est beaucoup plus complexe et moins comprise [17]. Les premières cartes de synchronisation de réplication à l'échelle du génome en Drosophile ont trouvé une corrélation frappante entre le moment de la réplication et l'activité des gènes. Les régions de réplication précoce du génome coïncidaient avec une probabilité plus élevée d'activité des gènes à l'échelle du génome [18]. En accord avec cela, des travaux plus récents en Drosophile, Caenorhabditis elegans et les cellules de mammifères ont montré que les sites d'initiation de la réplication sont marqués par les mêmes modifications d'histones typiquement trouvées sur les sites de transcription génique active [19–22]. Chez l'homme, Miotto et al. ont étudié plus de 50 000 sites de liaison aux ORC dans tout le génome afin de distinguer les caractéristiques de la chromatine associées à la liaison sélective des ORC et ont trouvé que le plus grand prédicteur des modèles de liaison aux ORC était les régions accessibles de la chromatine classées comme sites hypersensibles à la DNase I (DHS) [19]. Sur la base de cette association avec le DHS, la liaison ORC était également corrélée à l'activité transcriptionnelle et montrait un enrichissement des modifications des histones caractérisant la chromatine active, à savoir l'acétylation de l'histone H3 à la lysine 27 (H3K27ac) et la diméthylation de l'histone H3 à la lysine 4 (H3K4me2 ). Aucun autre facteur ne s'est avéré aussi prédictif de la liaison ORC, ce qui suggère que la sélectivité de la localisation ORC in vivo résulte en grande partie d'une liaison opportuniste à des régions accessibles de l'ADN établies par des facteurs de chromatine liés à l'expression des gènes et non par une interaction directe avec un facteur de liaison à l'ADN ou une modification spécifique des histones [19].

    Néanmoins, il existe de nombreuses preuves que l'ORC effectue des interactions spécifiques avec les modifications des histones et, en particulier, les états de méthylation de l'histone H4 lysine 20 (H4K20me1/me2/me3) [23]. Chez les mammifères, la méthylation de H4K20 dépend de trois enzymes connues : PR-Set7 (Set8) est responsable de H4K20me1, Suv4-20H1 catalyse H4K20me2 et Suv4-20H2 catalyse H4K20me3. Parmi ceux-ci, l'état de méthylation le plus dynamique est H4K20me1, dont les niveaux culminent pendant la phase M et diminuent régulièrement jusqu'à atteindre leurs niveaux les plus bas en phase S. Ces changements se reflètent par des fluctuations identiques des niveaux Set8 [23,24]. Les premiers rapports dans des cellules de mammifères ont trouvé de graves défauts de réplication associés à la stabilisation ou à l'épuisement de H4K20me1, suggérant un rôle pour Set8 ou H4K20me1 dans la régulation de la réplication de l'ADN [25]. Les niveaux dynamiques de Set8 (et donc de monométhylation sur H4K20) sont attribués à sa dégradation par la ligase E3 Cul4-Ddb1 via une interaction avec PCNA, l'anneau homotrimérique qui agit comme facteur de processivité pour de nombreuses protéines réplisomes [26]. Les cellules exprimant une forme mutante de Set8 qui ne parvient pas à interagir avec PCNA et ne peuvent pas être dégradées par Cul4-Ddb1, présentent une instabilité du génome liée à la re-réplication, indiquant que l'état dynamique de la méthylation de H4K20 est important pour réguler la duplication du génome [26]. L'effet que la perturbation de l'état de méthylation de H4K20 a sur la réplication de l'ADN a été clarifié par le laboratoire Reinberg qui a montré que Suv4-20H1, qui catalyse H4K20me2, facilite le chargement de l'ORC [27].

    Le soutien du rôle de la méthylation de H4K20 dans la réplication de l'ADN est la découverte que la sous-unité ORC1 possède un domaine d'homologie bromo-adjacent (BAH), qui est un motif de reconnaissance de la chromatine conservé évolutif également trouvé sur le facteur de silençage de la chromatine Sir3 [28,29]. Ce domaine BAH permet au métazoaire ORC1 d'interagir avec H4K20 méthylé, avec une préférence significative pour H4K20me2 par rapport à H4K20me1 et H4K20me3 [29]. Sur la base de preuves que des sous-unités ORC supplémentaires présentent une liaison plus faible à la chromatine dans les cellules mutantes ORC1-BAH, l'interaction avec H4K20me2 aide probablement à stabiliser l'association du complexe ORC avec la chromatine [29]. En effet, la réplication de l'ADN chez les mutants ORC1-BAH est défectueuse, avec un grand pourcentage de cellules présentant un retard d'entrée en phase S, un phénotype également observé dans les cellules dépourvues de la méthyltransférase H4K20me2, Suv4-20H1 [29,30].

    Néanmoins, notre compréhension du recrutement ORC par méthylation H4K20 reste incomplète. Premièrement, le profilage des sites de liaison ORC et des origines de réplication ne montre pas un fort enrichissement pour la méthylation H4K20 [19,20] deuxièmement, la méthylation H4K20 est associée à divers résultats biologiques, y compris la réparation de l'ADN, le silence transcriptionnel et l'établissement d'un ordre supérieur. structure de la chromatine [23]. Par exemple, les états de méthylation H4K20 aident à distinguer la chromatine répliquée de la chromatine non répliquée pendant la phase S [31], incitant ainsi la machinerie de réparation HR à lier la chromatine nouvellement répliquée pour la réparation en aval. Cette fonction auxiliaire de la méthylation H4K20 sera détaillée dans une section ultérieure. Compte tenu des rôles multiples dans la préservation de la stabilité du génome, l'entrée retardée de la phase S dans les cellules mutantes Set8 et Suv4-20 pourrait être liée à leur rôle dans la réponse aux dommages à l'ADN ou la réparation par recombinaison homologue (HR), plutôt qu'à une déficience en matière de licence d'origine et d'initiation. En effet, en utilisant une combinaison de tests cytologiques, génétiques et de réplication directe dans Drosophile, le groupe MacAlpine a identifié que, bien que Set8 et H4K20me1 soient importants pour la progression du cycle cellulaire, l'activation de l'origine n'était pas affectée en l'absence de Set8 ou H4K20me1 [32]. En effet, plus de 50 % des Drosophile les mutants avec des substitutions d'alanine à H4K20 étaient viables, en contraste frappant avec le phénotype mortel des knock-outs de Set8, indiquant que le stress de réplication ou les phénotypes de dommages à l'ADN rapportés dans les cellules mutantes de Set8 pourraient être liés à d'autres cibles de la méthylation de Set8, y compris p53 et PCNA [32 –34].

    3. La réplication dans le temps et dans l'espace

    Alors que l'organisation des nucléosomes et les modifications des histones associées à la transcription influencent clairement l'endroit où une origine peut se former, le contexte chromosomique est important pour définir quand une origine se déclenche pendant la phase S. Chez la levure bourgeonnante, en déplaçant simplement une origine de réplication donnée d'une région de réplication tardive vers une région de réplication précoce du chromosome, il est possible d'avancer le temps de cuisson [35]. De plus, en ciblant des modificateurs de la chromatine tels que les histones acétylases ou désacétylases sur des sites spécifiques du chromosome, l'efficacité de l'origine ou la probabilité d'initiation pourrait être améliorée ou supprimée [36,37]. Ainsi, des origines particulières ne sont pas préprogrammées pour se déclencher tôt ou tard pendant la phase S et l'environnement local de la chromatine pourrait potentiellement permettre ou restreindre une origine de se déclencher.

    L'environnement chromatinien est intrinsèquement couplé à l'organisation des chromosomes au sein du noyau [38]. Les travaux du laboratoire Gilbert dans les cellules de vertébrés ont caractérisé de grands domaines chromosomiques par leur calendrier de réplication uniforme et reproductible. Ces domaines peuvent être subdivisés en deux classes : les régions de synchronisation constante (CTR) caractérisées par le déclenchement relativement synchrone et cohérent de grappes d'origine étroitement espacées d'une cellule à l'autre, et les régions de transition de synchronisation (TTR) représentant des régions où la synchronisation de la réplication passe du début à la fin [9,39,40]. De manière frappante, la cartographie des CTR chevauche des domaines d'association topologique (TAD) précédemment cartographiés, qui sont des régions chromosomiques qui permettent des interactions spécifiques et fréquentes au sein d'une région compartimentée définie du chromosome et excluent l'interaction avec les domaines voisins (figure 1) [38,39 ,41]. Ainsi, le programme par lequel le génome sera répliqué semble être déterminé par l'organisation structurelle de la chromatine au sein du noyau et cette structure est connue pour être établie bien avant que les cellules n'entrent en phase S [42]. Les efforts pour comprendre comment le programme de réplication est déterminé dépendront probablement de la tâche difficile de comprendre les mécanismes par lesquels les chromosomes sont organisés dans le noyau, par exemple, chez la levure en herbe, les protéines forkhead Fkh1/2 aident à déclencher précocement les origines en favorisant l'origine. clustering dans un espace tridimensionnel [43]. Dans les métazoaires, la protéine Rif1 influence potentiellement le calendrier de réplication en médiant les interactions entre les régions à réplication tardive et la lame nucléaire [44,45].

    Figure 1. Structure du domaine associé topologiquement (TAD) et relation avec les origines de réplication. Représentation d'une région d'un chromosome contenant des TAD. Les TAD contiennent des éléments de la chromatine, tels que des promoteurs et des activateurs de gènes qui interagissent fréquemment les uns avec les autres (représentés par des lignes vertes). Les TAD sont séparés par des limites de TAD. La chromatine d'un TAD interagit rarement avec la chromatine d'un autre. Les origines de réplication sont enrichies aux limites du TAD (marquées par des ovales bleus), mais les sites d'initiation précis varient d'une cellule à l'autre au sein d'une population, ce qui donne lieu à des zones d'initiation de réplication, qui sont représentées en bas en gris.

    La découverte que l'organisation nucléaire délimite de larges domaines dans le programme de synchronisation de réplication est un développement important, cependant, des informations supplémentaires sont révélées par la cartographie à haute résolution de l'emplacement de l'origine et de l'efficacité dans les cellules humaines. Le séquençage des fragments d'Okazaki (OF) permet de mesurer la direction de la fourche de réplication et représente un moyen utile pour cartographier la dynamique de réplication à haute résolution [20,46,47]. En séquençant les OF, le groupe Hyrien a révélé que l'initiation dans les cellules humaines est souvent confinée à des régions spécifiques de chromosomes couvrant des dizaines de kilobases [20]. Les sites précis d'initiation au sein de ces zones varient d'une cellule à l'autre au sein de la population. Conformément au rôle proposé de l'organisation de la chromatine d'ordre supérieur dans la fonction d'origine de réplication [40], la cartographie OF a révélé que les origines de réplication à déclenchement précoce chevauchent généralement les limites de TAD [20]. Comme on pouvait s'y attendre à partir de cette corrélation, la biologie des limites de TAD et des origines de réplication est similaire : les deux sont largement associées à des gènes actifs, mais l'activité des gènes n'est pas strictement requise ni prédictive [38,40].

    Comment les origines et les limites du TAD pourraient-elles être spécifiées ? La réponse est loin d'être claire, mais un indice potentiel vient de la découverte que de nombreux TAD sont systématiquement délimités à travers divers types de cellules et stades de développement. Ces TAD « constitutifs » sont souvent délimités par des gènes dits « domestiques » [41], dont l'expression cohérente dans les cellules en cycle les distingue des gènes inductibles à expression variable. Une telle association est logique : les cellules doivent vraisemblablement toujours exprimer des gènes de ménage lorsqu'elles se répliquent, c'est-à-dire lorsque les origines sont actives. Le lien entre l'expression des gènes et la réplication de l'ADN est davantage illustré dans un rapport récent sur l'utilisation de l'origine de réplication dans le développement C. elegans embryons [21]. Ici, comme dans les cellules humaines, la réplication commence à partir de zones larges [20] mais le point médian des origines est délimité par les modifications des histones H3K27ac et H3K4me2 qui se trouvent au niveau des promoteurs et des amplificateurs de gènes [48], et ont été récemment trouvées enrichies au niveau de la liaison ORC. sites dans les cellules humaines [19]. Essentiellement, toutes les origines ont ces modifications et la grande majorité des sites de modification sont des origines. Ainsi, les programmes de transcription et de réplication sont probablement liés. Comment le couplage du programme de réplication et du programme de transcription peut-il être exécuté avec cet arrangement ? La réponse réside dans la découverte que les gènes ne sont pas distribués de manière aléatoire à travers le génome : ceux à côté des origines de réplication sont fortement biaisés pour les gènes qui sont exprimés pendant la croissance, ce qui inclut nécessairement les gènes de ménage. Avec cette disposition C. elegans les cellules embryonnaires peuvent se répliquer en 20 minutes et exprimer simultanément les gènes nécessaires à la croissance [21].

    Dans les cellules somatiques, seul un sous-ensemble d'événements d'initiation de la réplication se produit à proximité des gènes activement transcrits. En effet, l'aspect peut-être le plus intéressant de la cartographie à haute résolution des origines de réplication humaine est que de vastes régions du génome qui se répliquent tardivement en phase S ne reposent pas sur une initiation à partir de zones spécifiques [20]. Ces régions tardives sont largement inactives sur le plan de la transcription et sont enrichies en hétérochromatine. L'initiation des domaines à réplication tardive semble être dictée par une cascade d'événements de déclenchement d'origine de réplication qui sont initiés à partir d'une région de déclenchement précoce [20]. Les origines autorisées qui sont dispersées dans la région de réplication tardive sont vraisemblablement induites au feu par des fourches de réplication empiétant sur les régions de réplication précoce, peut-être par la réutilisation de facteurs de réplication limitants. En effet, les facteurs requis pour l'initiation de la réplication sont connus pour être limitatifs et permettraient à un sous-ensemble d'origines de se déclencher en même temps [49,50]. Ainsi, le contrôle local de la réplication dans les régions tardives dépend, en partie, de la réplication opportune des régions précoces. Collectivement, ces données soutiennent un modèle dans lequel les origines de réplication, sectorisées dans leurs domaines chromosomiques respectifs, ont des probabilités de déclenchement variables au début de la phase S et que la probabilité de déclenchement des origines augmente à mesure que la phase S progresse [51]. Les origines qui se déclenchent tôt et de manière plus uniforme ont probablement une probabilité de déclenchement plus élevée en fonction des caractéristiques chromosomiques permissives : proximité des gènes de ménage et des limites TAD, DHS et chromatine accessible.

    Pourquoi les génomes sont-ils séparés en régions de réplication précoce et tardive ? Une explication serait qu'une telle ségrégation temporelle dans le déclenchement de l'origine permettrait au métabolisme cellulaire de fournir des quantités constantes de métabolites pour une réplication efficace. En effet, la croissance des souches de levures bourgeonnantes qui déclenchent simultanément des origines précoces et tardives est partiellement limitée par les niveaux de dNTP [50]. Deuxièmement, la ségrégation de la réplication en domaines permet aux cellules de gérer plus efficacement le stress de réplication. Les problèmes rencontrés au début de la phase S peuvent déclencher le point de contrôle de la phase S et supprimer l'initiation de nouvelles origines de réplication sur des sites distants [52]. Ainsi, lorsque des problèmes surviennent dans une région du chromosome, les cellules peuvent s'assurer que les problèmes sont résolus avant de terminer la réplication du reste du génome [9]. Enfin, la large division du génome en régions de réplication précoce et tardive peut fournir un moyen simple d'augmenter la robustesse avec laquelle les domaines de modifications des histones et les états de la chromatine sont rétablis après la phase S. Par exemple, chez la levure en herbe, l'acétyl-CoA est intrinsèquement lié à la croissance et aux niveaux d'acétyl-CoA et d'acétylation des histones en masse culminant au début de la phase S, puis chute pendant la phase S [53,54]. Ainsi, les régions de réplication précoce, qui sont typiquement transcriptionnellement actives, peuvent favoriser une acétylation accrue de la chromatine nouvellement assemblée, et ainsi marquer des régions transcriptionnellement actives pour la génération suivante. Conformément à cette hypothèse, des expériences de microinjection dans des cellules humaines ont montré que l'assemblage de la chromatine transcriptionnellement compétente dépend du moment de l'injection, l'ADN injecté au début de la phase S étant assemblé en chromatine acétylée et exprimé à des niveaux plus élevés [55,56 ]. La séparation temporelle de la réplication de la chromatine active et réprimée peut donc renforcer des types de chromatine distincts.

    4. La réplication par la chromatine : de nouveaux regards sur l'hélicase

    Une fois que les origines sont déclenchées, un problème central pour comprendre comment la fourche de réplication se déroule dans le génome est de découvrir comment le complexe hélicase CMG déroule l'ADN chromatinisé. De nouvelles informations dans ce domaine sont venues de données structurelles qui suggèrent que l'hélicase CMG progresse à travers la chromatine dans l'orientation opposée à ce que l'on pensait auparavant [57]. L'hélicase réplicative MCM2-7 est constituée d'un anneau hexamérique qui, associé à cinq facteurs accessoires, constitue le complexe CMG à 11 sous-unités [58]. Chaque anneau hexamérique est composé de deux niveaux, comprenant le domaine C-terminal (CTD), qui contient les sites de liaison à l'ATP et le moteur qui entraîne la translocation et le déroulement de l'ADN, et le domaine N-terminal (NTD), respectivement. Lorsqu'ils sont chargés sur l'ADN dans G1, les doubles hexamères MCM2-7 sont orientés de manière NTD à NTD, de sorte que les domaines moteurs CTD se font face [5,6]. Sur la base de l'orientation des doubles hexamères dans G1, on pensait qu'après activation, les complexes CMG s'éloignaient simplement les uns des autres avec le CTD à l'extrémité avant de la translocation 3'-5' [59]. En utilisant la cryo-EM pour visualiser la CMG sur des substrats d'ADN fourchus, Georgescu et al. were able to capture the helicase in ‘translocation mode' surprisingly, their structures revealed that the NTD is proximal to the fork and the CTD motor trails behind (figure 2). This finding is important for a number of reasons: first, because the leading strand polymerase (ɛ) associates with the CTD and polymerase α/primase, associates with the NTD [60], this orientation of CMG logically positions each polymerase for synthesis on their associated strands: polymerase ɛ can synthesize the leading strand as its template emerges from the CMG. Second, this orientation of CMG minimizes the amount of exposed single-stranded DNA on the lagging strand as the lagging-strand template, unwound at the front of the replication fork, can be primed by polymerase α/primase. Third, the model reveals an elegant quality control mechanism ensuring that each hexamer associates with the opposite strand of DNA before separating [57]. As CMGs are loaded onto double-stranded DNA prior to initiation and translocate on single-stranded DNA, the ‘NTD first' orientation implies that the hexameric rings must pass one another during initiation, which is only possible once both hexamers encircle single-stranded DNA. Finally, the new translocation orientation of CMG potentially reveals new modes for chromatin disassembly and parental histone recycling. The threading of the 3′ end of the DNA through the leading NTD positions the recently characterized MCM2 histone-binding domain at the very front of the CMG [61,62]. MCM2 chaperones H3:H4 tetramers both in vitro et in vivo by wrapping around the tetramer, much like nucleosomal DNA [61,62]. Therefore, the new model indicates that MCM2 could play a major role in disassembling parental nucleosomes in front of the replication fork (figure 3). The authors also speculate that the new position of the lagging-strand machinery at the leading edge of the CMG increases the likelihood that parental nucleosome deposition would preferentially occur on the lagging strand, opening up intriguing mechanisms for chromatin state inheritance and nucleosome assembly. However, with the exception of the remarkable, yet poorly understood inheritance of histone proteins in Drosophile male germline stem cells [63], there is little evidence of biased segregation of parental histones to the daughter genomes [64,65]. This may reflect the inherent asymmetry of the replication fork imparts little bias on histone segregation or, that mechanisms have evolved—perhaps employing specific histone chaperones—to ensure the equal passage of parental histone to the daughter genomes.

    Figure 2. A model for helicase activation and separation. See main text for details.

    Figure 3. Dynamics at the replication fork. Representation of the replication fork progressing through chromatin. For simplicity, several proteins are omitted and only proteins discussed in the text are included. Voir le texte pour les détails.

    5. In vitro replication of chromatin template

    Progression of the replication fork through chromatin is also stimulated by an array of other factors that probably alter the structure of chromatin. Here newly developed in vitro systems are beginning to reveal important clues. À l'aide d'un in vitro replication system with purified components Kurat et al., were able to identify several proteins specifically associated with replicating chromatin [11]. Most prominent were histone chaperones (FACT, Nhp6, Asf1), chromatin remodelling complexes (INO80, Isw1), and histone acetyltransferase complexes (NuA4, SAGA). Importantly, efficient replication of chromatinized DNA required FACT, which is consistent with the noted role for FACT in promoting transcription from chromatinized templates and the general understanding of how FACT can disrupt the structural integrity of the nucleosome [66–68]. FACT associates with the replisome progression complex, [69] and interacts with multiple components at the replication fork, including DNA polymerase α [70] and the MCM2 N-terminal tail, where it forms a salt resistant complex with histones [71]. In the light of the recent findings regarding the orientation of translocating CMG [57] these results would place FACT at the leading edge of the helicase where it would presumably collaborate with the MCM2 tail to mediate the unwinding of parental histones (figure 3). Such a scenario is supported by the discovery that histones captured from FACT-MCM2 complexes lacked acetylation of histone H3 at lysine 56 [71] which is a modification found on newly synthesized histones [72].

    Kurat et al. also showed that the ATP-dependent chromatin remodelling complexes INO80 and ISW1a, and histone acetyltransferases, SAGA and NuA4, were all required in order to achieve rates of replication comparable with those measured in vivo [11]. Of these factors, Isw1 and INO80 have been implicated in various aspects of DNA replication: in budding yeast, Isw1 repositions nucleosomes on nascent DNA [73] and in human cells an ISW1-related complex (ACF1-ISWI) promotes efficient replication of heterochromatin [74]. INO80 has also been shown to interact with replication origins and the replication fork [75] and depletion of INO80 results in slowed replication fork progression [76]. Moreover, there is increasing evidence that INO80 is required for replication restart after fork stalling and can function in a pathway to evict RNA polymerase II from chromatin [77] upon replication stress [78]. However, with the exception of FACT, it remains to be determined whether the factors examined by Kurat et al. are specifically targeted to replication forks and, if so, how they function in replication fork progression. Indeed, Devbhandari et al., who established a similar in vitro system achieved replication on chromatinized templates in the absence of FACT and many of the stimulatory factors described by Kurat et al. their reactions contained the histone chaperone NAP1 and Isw1, which were included to assemble nucleosomes on the template DNA. These factors presumably also stimulated replication through chromatin and nucleosome assembly on the nascent DNA. Thus, while many proteins appear capable of stimulating replication, it appears that no single factor is specifically required for replication through templates.

    6. Chromatin regulates lagging-strand synthesis

    Les in vitro systems described by Devbhandari et al., and Kurat et al. also noted a profound alteration in lagging-strand synthesis when replication occurred on chromatin templates. The frequency at which the polymerase α/primase complex initiates each OF will influence the ultimate length of OFs produced by the replisome. On naked DNA templates, polymerase α/primase acts distributively: OFs become shorter—hence were more frequently initiated—with increasing amounts of polymerase α/primase [79]. When replication occurred through chromatin, Kurat et al., noted that the initiation frequency became much less sensitive to the concentration of polymerase α/primase—indicating that polymerase α/primase may act processively in the context of chromatin [11]. It is unclear how chromatin should influence the frequency of OF initiation: one mechanism would be that chromatin somehow helps sequester polymerase α/primase to the replisome but another interesting possibility is that MCM helicase progression may slow each time a nucleosome is encountered. If the rate-limiting step in replication fork progression is assumed to be the unwinding of nucleosomal DNA ahead of the replication fork, then initiation of OFs by polymerase α/primase may occur as the fork slows from one nucleosome to the next. Thus, the initiation site and the frequency of initiation events (hence the ultimate length of the OF) could, at least in part, be dictated by nucleosome structure and how many nucleosomes the fork moves through each cycle.

    Aside from the frequency of initiation, the lengths of OFs are also dictated by a processing reaction in which polymerase δ simultaneously extends the 3′ end of a nascent OF and triggers the degradation of the 5′ end of the preceding OF [80]. Repeated cycles of extension and DNA cleavage produce a nick that migrates away from the replication fork and can be sealed by DNA ligase I [80]. This reaction—known as strand displacement synthesis—relies upon structure specific nucleases such as Fen1 to degrade the RNA or DNA displaced by polymerase ?? (figure 3). Devbhandari et al. incorporated the basic components for OF processing, including the flap endonuclease Fen1 and DNA ligase I in their in vitro system [10]. Interestingly, they noted that while the replication of naked plasmid DNA occurred robustly, much of the synthesized DNA was greater than unit length—meaning that unconstrained synthesis was occurring (most probably by polymerase ??) and only a fraction of the lagging-strand products were small and competent for ligation [10]. Replication of chromatinized templates dramatically suppressed the extent of DNA polymerization, resulting in short lagging-strand products that were readily ligated. Since the DNA replication reactions were conducted with an excess of core histones, Nap1 and Isw1 (which are potent nucleosome assembly factors [81]) the suppression of polymerase ?? is most readily explained by the reassembly of nucleosomes on the lagging strand, which presumably prevent extensive strand displacement synthesis by polymerase δ [10]. These data support earlier results from budding yeast which showed that nucleosome assembly on daughter strands is required for optimal processing of OFs in vivo [47].

    The requirement for nucleosome assembly to constrain DNA synthesis on the lagging strand potentially provides a means to ensure the removal of error prone DNA synthesized by DNA polymerase α while preventing excessive strand displacement synthesis by polymerase δ [47]. In addition, inhibition of polymerase δ by newly assembled nucleosomes may allow components of the lagging-strand machinery to be recycled from one OF to the next and, in doing so, allow the fidelity of nucleosome assembly to be communicated to the replication fork. In this scenario, defects in nucleosome assembly on the lagging strand result in extensive strand displacement synthesis by polymerase δ. Thus, in the absence of timely nucleosome assembly, the synthesis of each OF would be slowed, which may ultimately slow the replication fork—allowing the rate of nucleosome assembly to be coupled with the rate of DNA synthesis. Studies in mammalian cells indicate that replication fork progression through chromatin requires efficient delivery of newly synthesized histones [82] and replication forks are slowed when the nucleosome assembly is impaired [83]. With this reasoning, it is worth considering whether some of the stimulatory effects on DNA synthesis of histone chaperones and chromatin remodelling enzymes seen in vitro replication systems may be attributed to the promotion of nucleosome assembly and efficient lagging-strand synthesis.

    7. Priming for recombination during DNA replication

    Even in the absence of exogenous DNA damage, faithful completion of DNA replication relies upon the HR pathway to protect stalled replication forks or to restart collapsed forks [84]. DNA replication produces sister chromosomes, but because chromosomes are replicated at different times during S phase, an interesting question is how do cells know when they have a sister with which to repair? Recent data suggests that events occurring at the replication fork help the HR machinery discriminate between replicating and non-replicating chromatin [31]. TONSL-MMS22 L is a heterodimeric complex capable of interacting with histones as well as the histone chaperones Asf1 and MCM2 via the TONSL ankyrin repeat domain (ARD) [85,86]. Structural characterization shows that the binding of soluble histones H3-H4 by TONSL bridges the connection to ASF1 and MCM2, creating a co-chaperone complex prior to deposition of histones during replication coupled chromatin assembly [31]. The co-chaperone complex is dependent upon a number of interactions on the histone H4 tail, including lysine 20 (H4K20), the methylation of which is associated with replication and repair processes that maintain genome integrity [23]. Importantly, H4K20 methylation (H4K20me) abolishes TONSL binding to nucleosomes, suggesting that TONSL-MMS22 L specifically recognizes unmodified histones at H4K20. Since newly synthesized histones deposited in S phase are unmethylated at K20 [72], TONSL-MMS22 L is thus likely to bind to replication forks and nascent chromatin. However, TONSL-MMS22 L recruitment to chromatin occurs within a narrow temporal window as H4K20 is methylated by the histone methyltransferase SET8 [23] in late S phase. Based on this timely recruitment of TONSL-MMS22L and its known role as a mediator of HR, the recognition of nascent chromatin by the complex probably promotes expedient HR repair at compromised replication forks [31,85,86]. Indeed, a subsequent report provided direct evidence for the recruitment of TONSL-MMS22 L to collapsed replication forks and its promotion of Rad51-dependent recombination [87]. Presumably, recruitment of TONSL-MMS22 L to replication forks, allows efficient interaction with RPA, which coats stretches of single-stranded DNA formed during collapse of replication forks [87]. While it is known that the TONSL-MMS22 L heterodimer is required for RAD51 foci formation upon DNA damage [85,86], it is also required to recruit RAD51 to stalled replication forks [87]. An intact TONSL-MMS22 L heterodimer forms a tight interaction with two molecules of RAD51 and was shown to facilitate strand exchange by reducing the affinity of RAD51 for double-stranded DNA, a function similar to the tumour suppressor BRCA2 [87–89]. These findings illustrate an interesting new paradigm, in which replication coupled chromatin assembly provides an opportunity to prime newly replicated daughter genomes with repair complexes in the event of replication stress or DNA damage. In the light of these findings, it would be of interest to identify whether complexes similar to TONSL-MMS22 L are able to recognize chromatin specific transitions as a signal to load the DNA repair components best suited to fix the damage within the specific cell-cycle phase.

    8. Conclusion

    The advances in biochemical characterization of the replisome and its components have reinforced our understanding of how integrated the passage of the replication fork is with chromatin dynamics. Indeed, while in vitro systems have shown that DNA can be efficiently replicated in the absence of chromatin, it is clear that the presence of nucleosomes on the template DNA can constrain sites of initiation and the processivity of the DNA polymerases. But rather than a simple impediment, chromatin should more realistically be viewed as a modulator that can fine tune many aspects of DNA replication. Le nouveau in vitro systems offer tantalizing insights into how replication occurs on chromatin, yet they remain incomplete. Most notably, neither report examined components of the replication-associated chromatin assembly system that couples nucleosome assembly, mediated in part through the histone chaperone CAF-1, to the replication fork through PCNA. Once this pathway is included, it may be possible to faithfully recapitulate nucleosome assembly on nascent DNA in vitro. But a considerable challenge with the biochemical systems will be to achieve a stoichiometry of the components, which faithfully recapitulates the situation in vivo. Thus, more quantitative assays that interrogate in vivo replication will be needed to supplement the in vitro systèmes.

    From the demonstration that ORC binds to accessible DNaseI hypersensitive sites, to the association of replication timing with higher-order chromatin folding, it is apparent that DNA replication is profoundly influenced by chromatin organization. Given that the same chromatin features are implicated in gene transcription and DNA replication, some immediate challenges will be to disentangle causal relationships between the processes at play. This may prove challenging as perturbation of one process will probably affect the other nevertheless the realization that chromatin structures typically associated with gene transcription are also used in DNA replication may provide a new perspective from which we may better understand how and why such chromatin structures are established and maintained. While ORC-binding represents the critical first step in origin licensing in G1, it is yet unknown how ORC is targeted to chromatin or whether chromatin structural changes precede ORC-binding and MCM loading. Most certainly, a deeper understanding of how chromatin is organized within the nucleus and the factors responsible for such organization will prove valuable to many aspects of genome research.


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    Constitutive heterochromatin is found more commonly in the periphery of the nucleus attached to the nuclear membrane. This concentrates the euchromatic DNA in the center of the nucleus where it can be actively transcribed. During mitosis it is believed that constitutive heterochromatin is necessary for proper segregation of sister chromatids and centromere function. [6] The repeat sequences found at the pericentromeres are not conserved throughout many species and depend more on epigenetic modifications for regulation, while telomeres show more conserved sequences. [2]

    Constitutive heterochromatin was thought to be relatively devoid of genes, but researchers have found more than 450 genes in the heterochromatic DNA of Drosophila melanogaster. [5] These regions are highly condensed and epigenetically modified to prevent transcription. For the genes to be transcribed, they must have a mechanism to overcome the silencing that occurs in the rest of the heterochromatin. There are many proposed models for how the genes in these regions are expressed, including the insulation, denial, integration, exploitation, and TE restraining models. [ éclaircissements nécessaires ]

    When genes are placed near a region of constitutive heterochromatin, their transcription is usually silenced. This is known as position-effect variegation and can lead to a mosaic phenotype.

    Constitutive heterochromatin is replicated late in S phase of the cell cycle and does not participate in meiotic recombination.

    Histone modifications are one of the main ways that the cell condenses constitutive heterochromatin. [7] The three most common modifications in constitutive heterochromatin are histone hypoacetylation, histone H3-Lys9 methylation (H3K9), and cytosine methylation. These modifications are also found in other types of DNA, but much less frequently. Cytosine methylation is the most common type, although it is not found in all eukaryotes. In humans there is increased methylation at the centromeres and telomeres, which are composed of constitutive heterochromatin. These modifications can persist through both mitosis and meiosis and are heritable.

    SUV39H1 is a histone methyltransferase that methylates H3K9, providing a binding site for heterochromatin protein 1 (HP1). HP1 is involved in the chromatin condensing process that makes DNA inaccessible for transcription. [8] [9]

    Genetic disorders that result from mutations involving the constitutive heterochromatin tend to affect cell differentiation and are inherited in an autosomal recessive pattern. [6] Disorders include Roberts syndrome and ICF syndrome.

    Some cancers are associated with anomalies in constitutive heterochromatin and the proteins involved in its formation and maintenance. Breast cancer is linked to a decrease in the HP1 alpha protein, while non-Hodgkin's lymphoma is linked to hypomethylation of the genome and especially of satellite regions. [ citation requise ]


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    Chromatin is found in two varieties: euchromatin and heterochromatin. [7] Originally, the two forms were distinguished cytologically by how intensely they get stained – the euchromatin is less intense, while heterochromatin stains intensely, indicating tighter packing. Heterochromatin is usually localized to the periphery of the nucleus. Despite this early dichotomy, recent evidence in both animals [8] and plants [9] has suggested that there are more than two distinct heterochromatin states, and it may in fact exist in four or five 'states', each marked by different combinations of epigenetic marks.

    Heterochromatin mainly consists of genetically inactive satellite sequences, [10] and many genes are repressed to various extents, although some cannot be expressed in euchromatin at all. [11] Both centromeres and telomeres are heterochromatic, as is the Barr body of the second, inactivated X-chromosome in a female.

    Heterochromatin has been associated with several functions, from gene regulation to the protection of chromosome integrity [12] some of these roles can be attributed to the dense packing of DNA, which makes it less accessible to protein factors that usually bind DNA or its associated factors. For example, naked double-stranded DNA ends would usually be interpreted by the cell as damaged or viral DNA, triggering cell cycle arrest, DNA repair or destruction of the fragment, such as by endonucleases in bacteria.

    Some regions of chromatin are very densely packed with fibers that display a condition comparable to that of the chromosome at mitosis. Heterochromatin is generally clonally inherited when a cell divides, the two daughter cells typically contain heterochromatin within the same regions of DNA, resulting in epigenetic inheritance. Variations cause heterochromatin to encroach on adjacent genes or recede from genes at the extremes of domains. Transcribable material may be repressed by being positioned (in cis) at these boundary domains. This gives rise to expression levels that vary from cell to cell, [13] which may be demonstrated by position-effect variegation. [14] Insulator sequences may act as a barrier in rare cases where constitutive heterochromatin and highly active genes are juxtaposed (e.g. the 5'HS4 insulator upstream of the chicken β-globin locus, [15] and loci in two Saccharomyces spp. [16] [17] ).

    All cells of a given species package the same regions of DNA in constitutive heterochromatin, and thus in all cells, any genes contained within the constitutive heterochromatin will be poorly expressed. For example, all human chromosomes 1, 9, 16, and the Y-chromosome contain large regions of constitutive heterochromatin. In most organisms, constitutive heterochromatin occurs around the chromosome centromere and near telomeres.

    The regions of DNA packaged in facultative heterochromatin will not be consistent between the cell types within a species, and thus a sequence in one cell that is packaged in facultative heterochromatin (and the genes within are poorly expressed) may be packaged in euchromatin in another cell (and the genes within are no longer silenced). However, the formation of facultative heterochromatin is regulated, and is often associated with morphogenesis or differentiation. An example of facultative heterochromatin is X chromosome inactivation in female mammals: one X chromosome is packaged as facultative heterochromatin and silenced, while the other X chromosome is packaged as euchromatin and expressed.

    Among the molecular components that appear to regulate the spreading of heterochromatin are the Polycomb-group proteins and non-coding genes such as Xist. The mechanism for such spreading is still a matter of controversy. [18] The polycomb repressive complexes PRC1 and PRC2 regulate chromatin compaction and gene expression and have a fundamental role in developmental processes. PRC-mediated epigenetic aberrations are linked to genome instability and malignancy and play a role in the DNA damage response, DNA repair and in the fidelity of replication. [19]

    Saccharomyces cerevisiae, or budding yeast, is a model eukaryote and its heterochromatin has been defined thoroughly. Although most of its genome can be characterized as euchromatin, S. cerevisiae has regions of DNA that are transcribed very poorly. These loci are the so-called silent mating type loci (HML and HMR), the rDNA (encoding ribosomal RNA), and the sub-telomeric regions. Fission yeast (Schizosaccharomyces pombe) uses another mechanism for heterochromatin formation at its centromeres. Gene silencing at this location depends on components of the RNAi pathway. Double-stranded RNA is believed to result in silencing of the region through a series of steps.

    In the fission yeast Schizosaccharomyces pombe, two RNAi complexes, the RITS complex and the RNA-directed RNA polymerase complex (RDRC), are part of an RNAi machinery involved in the initiation, propagation and maintenance of heterochromatin assembly. These two complexes localize in a siRNA-dependent manner on chromosomes, at the site of heterochromatin assembly. RNA polymerase II synthesizes a transcript that serves as a platform to recruit RITS, RDRC and possibly other complexes required for heterochromatin assembly. [20] [21] Both RNAi and an exosome-dependent RNA degradation process contribute to heterochromatic gene silencing. These mechanisms of Schizosaccharomyces pombe may occur in other eukaryotes. [22] A large RNA structure called RevCen has also been implicated in the production of siRNAs to mediate heterochromatin formation in some fission yeast. [23]


    Heterochromatin loss as a determinant of progerin-induced DNA damage in Hutchinson–Gilford Progeria

    Oliver Dreesen, PhD, Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, 8A Biomedical Grove, #06-06 Immunos, 138648 Singapore, Singapore.

    Developmental and Regenerative Biology, Institute of Medical Biology, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    A*STAR Microscopy Platform, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Developmental and Regenerative Biology, Institute of Medical Biology, Singapore, Singapore

    Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, Singapore, Singapore

    Oliver Dreesen, PhD, Cell Ageing, Skin Research Institute Singapore, 8A Biomedical Grove, #06-06 Immunos, 138648 Singapore, Singapore.

    Résumé

    Hutchinson–Gilford progeria is a premature aging syndrome caused by a truncated form of lamin A called progerin. Progerin expression results in a variety of cellular defects including heterochromatin loss, DNA damage, impaired proliferation and premature senescence. It remains unclear how these different progerin-induced phenotypes are temporally and mechanistically linked. To address these questions, we use a doxycycline-inducible system to restrict progerin expression to different stages of the cell cycle. We find that progerin expression leads to rapid and widespread loss of heterochromatin in G1-arrested cells, without causing DNA damage. In contrast, progerin triggers DNA damage exclusively during late stages of DNA replication, when heterochromatin is normally replicated, and preferentially in cells that have lost heterochromatin. Importantly, removal of progerin from G1-arrested cells restores heterochromatin levels and results in no permanent proliferative impediment. Taken together, these results delineate the chain of events that starts with progerin expression and ultimately results in premature senescence. Moreover, they provide a proof of principle that removal of progerin from quiescent cells restores heterochromatin levels and their proliferative capacity to normal levels.


    WHAT NEEDS TO BE DONE?

    Although the broad outline and many important details of DNA replication have been identified, many important aspects of this central process remain to be discovered. In large part, we still do not know how origins function. How do origin-binding proteins organize the DNA? Exactly how do helicase loaders function? How and when does the MCM helicase transition from encircling dsDNA to encircling ssDNA? The functions of several proteins required for origin activation and priming in eukaryotes are still shrouded in mystery. Priming and replisome assembly require numerous proteins that lack homologs in bacteria. What are the functions of Sld2, Sld3, Dbp11, Mcm10, GINS, and Cdc45 and how is their function influenced by phosphorylation? We lack an understanding of how the multiple origins in eukaryotes are coordinated and how the domain structure is established and maintained through multiple cell divisions. For example, just what are nuclear foci and how are replication foci organized within them? Are origins within one replicon clustered into one focus? Once replication forks are established, we know little about how they are regulated. If one replication fork in a focus were to stop, would it halt the other forks within that focus? How do replisomes move through nucleosomes, especially in highly condensed DNA and how are the parental nucleosomes inherited to the sister chromatids? How do replisomes deal with cohesin rings and how are these loaded? We have barely scratched the surface on questions surrounding the interface of replication with repair and recombination. For example, how can replication forks form during break-induced replication in S and G2 phase when the MCMs are thought to be loaded only in G1? How do checkpoint mechanisms act on moving replication forks? The newly revealed coordination of DNA metabolism with chromatin establishment, gene silencing, and epigenetic control is only beginning to be explored. Most of what we know about DNA replication has been learned in organisms with stable karyotypes and ploidy. However some organisms, particularly microbial eukaryotes, have extreme variations in ploidy and variable numbers of chromosomes. What mechanisms exist to facilitate this yet maintain order in this apparent chaos? Finally, and perhaps most important, some types of human disease, including certain cancers, have their basis in replication. Clearly many important questions remain, despite the enormous progress of recent years. We hold hope that understanding the mechanistic details of these processes may lead to cures, or at least treatment of human disease in the future.


    Leemor Joshua-Tor

    Ph.D., The Weizmann Institute of Science, 1991

    [email protected] | (516) 367-8821

    Our cells depend on thousands of proteins and nucleic acids that function as tiny machines: molecules that build, fold, cut, destroy, and transport all of the molecules essential for life. My group is discovering how these molecular machines work, looking at interactions between individual atoms to understand how they activate gene expression, DNA replication, and small RNA biology.

    Dans Leemor Joshua-Tor’s lab, researchers study the molecular basis of nucleic acid regulatory processes using the tools of structural biology and biochemistry. One such regulatory process is RNA interference (RNAi), in which a small double-stranded RNA triggers gene silencing. Joshua-Tor and her team offered critical insight when they solved the crystal structure of the Argonaute protein and identified it as the long-sought Slicer. They then went on to explore the mechanism of the slicing event. The structure of human Argonaute 2 (hAgo2) bound to a microRNA (miRNA) guide allowed Joshua-Tor and her colleagues to understand how mRNA is cleaved during RNAi. This year, members of the Joshua-Tor lab explored the function of a very similar protein, called Argonaute 1, that has no slicing ability, even though it is almost identical in structure to the slicing hAgo2. Using biochemical methods and mutational analysis, they were able to identify key parts of the protein that are required for slicing activity. The lab also studies the generation of PIWI-interacting RNAs (piRNAs), which serve to protect the genome of germ cells. With colleagues in the Hannon lab, Joshua-Tor’s team also determined the structure and function of Zucchini, a key nuclease in the initial generation of piRNAs in fruit flies. In other work, the lab is exploring the mechanisms of heterochromatin formation and gene silencing through the study of a protein complex called RNA-induced initiation of transcriptional gene silencing (RITS). Joshua-Tor is also well known for her work on the E1 helicase enzyme, which acts to unwind DNA strands during the DNA replication process.

    Dr. Leemor Joshua-Tor honored with Mildred Cohn Award from ASBMB
    Member of the National Academy of Sciences
    Member of the American Academy of Arts and Sciences
    2018 Mildred Cohn Award in Biological Chemistry, ASBMB
    2014 ACE Women’s Network, New York, Women in Science and Education Leadership Award
    Fellow of the American Association for the Advancement of Science (AAAS)
    2007 Dorothy Crowfoot Hodgkin Award (Inaugural award), The Protein Society
    1996 Beckman Young Investigator Award

    Research matters

    June 8, 2021

    Innovative research and educational activities never stopped during the COVID-19 pandemic.

    DNA replication: A game of precision

    April 25, 2021

    A highly choreographed complex of molecules is vital to starting and synchronizing DNA replication during cell division.

    How to tame a restless genome

    April 8, 2021

    CSHL researchers found a mechanism to keep otherwise mobile genetic elements in place in the genome.

    Joshua-Tor wins Biophysical Society honor

    November 16, 2020

    CSHL Professor and HHMI Investigator Leemor Joshua-Tor was named a 2021 Fellow of the Biophysical Society for her work on RNAi and DNA replication.

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    The Origin Recognition Complex (ORC) is a key piece of cellular machinery, fundamental to life, yet so far mysterious.

    Replicating a genome starts with a twist, a pinch, and a bit of a dance

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    Researchers have their first high resolution look at how “ORC,” a human protein complex essential to life, moves.

    How two CSHL programs adapted during the COVID-19 pandemic

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    Mikala Egeblad and David Micklos presented their work at the “Life Science Across the Globe” seminar series.

    What do these scientist moms do? Ask their kids.

    We asked the children of three scientists to describe their mother’s work. See what they had to say.

    Cracking the case of the norovirus

    February 6, 2020

    A pervasive virus has evaded vaccine developers for decades. By getting a clear look at its protective shell, they may finally know how to defeat it.

    Bridge to education

    December 15, 2019

    CSHL’s DNA Learning Center builds new bridges between unique science education and diverse groups.


    Voir la vidéo: RÉPLICATION DE LADN. ACIDES NUCLÉIQUES. Biochimie Facile (Juin 2022).


Commentaires:

  1. Samurg

    C'est ici si je ne me trompe pas.

  2. Doshura

    Nouvelles. Ne me dis pas où je peux trouver plus d'informations sur ce sujet?

  3. Fyren

    Thème incomparable....



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