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Lab 2 : Technique aseptique et transfert de micro-organismes - Biologie

Lab 2 : Technique aseptique et transfert de micro-organismes - Biologie


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DISCUSSION

Dans les environnements naturels, les micro-organismes existent généralement sous forme de populations mixtes. UNE culture pure est celui dans lequel tous les organismes sont les descendants du même organisme. Tout ce dans ou sur lequel nous cultivons un micro-organisme est appelé un moyen. UNE stérile milieu est celui qui est libre de toute forme de vie. Enfin, en travaillant avec des micro-organismes, nous devons disposer d'une méthode de transfert des organismes en croissance (appelée inoculation) d'une culture pure à un milieu stérile sans introduire de contaminants extérieurs indésirables. Cette méthode pour empêcher l'accès des micro-organismes indésirables est appelée technique aseptique.

Gardez à l'esprit que vous devez porter l'équipement de protection individuelle (EPI) approprié dans tous les laboratoires où vous utilisez des cultures microbiennes, des colorants, des produits chimiques et de la verrerie ou des lames de microscope !

TECHNIQUE ASEPTIQUE

La procédure de transfert aseptique des micro-organismes est la suivante :

1. Utilisation d'un micro-incinérateur pour stériliser l'anse d'ensemencement

Microincinérateurs permettent la stérilisation des anses d'ensemencement sans avoir à utiliser la flamme nue d'un bec Bunsen. Le micro-incinérateur utilise la chaleur infrarouge à une température de 816°C pour stériliser la partie filaire de la boucle d'ensemencement. Veillez à ne pas toucher la partie supérieure du micro-incinérateur. Il fait très chaud !

une. Au début de la classe. allumez le micro-incinérateur et attendez 10 minutes qu'il chauffe.

b. Placez toute la portion de fil de la boucle d'inoculation dans l'ouverture du micro-incinérateur et maintenez-la pendant 10 secondes (voir la figure 1A). De cette façon, tous les contaminants sur le fil sont incinérés. Pour éviter de vous brûler la main sur la poignée d'une anse d'ensemencement surchauffée, ne posez jamais l'anse dans le micro-incinérateur puis essayez de la ramasser. Ne posez jamais la boucle une fois qu'elle est stérilisée, car elle pourrait à nouveau être contaminée.

c. Laisser la boucle refroidir 10 à 20 secondes avant de retirer l'inoculum.

2. Retirez l'inoculum.

une. Retirer l'inoculum d'un bouillon de culture (organismes poussant en milieu liquide) :

1. Tenez le tube de culture d'une main et de l'autre, l'anse d'ensemencement stérilisée comme s'il s'agissait d'un crayon (voir Fig. 1).

2. Retirez le bouchon du tube de culture pure avec le petit doigt de votre main en boucle. (voir Fig. 1B et Fig. 1B2). Ne posez jamais le capuchon ou il peut être contaminé.

3. Placer la lèvre du tube de culture à l'ouverture du microincinérateur pendant 2-3 secondes (voir la figure 1C). Cela chauffe le verre et crée un courant de convection qui force l'air hors du tube et empêche les contaminants en suspension dans l'air d'entrer dans le tube.

4. Insérer l'anse d'inoculation et retirer une anse d'inoculum (voir la figure 1D).

5. Encore une fois placer la lèvre du tube de culture à l'ouverture du microincinérateur pendant 2-3 secondes (voir la figure 1E).

6. Remettez immédiatement le capuchon (voir la figure 1F).

Le retrait de l'inoculum d'un tube de bouillon est résumé à la figure 1.

b. Retrait de l'inoculum d'une culture sur plaque (organismes poussant sur une surface de gélose dans une boîte de Pétri) :

1. Stériliser l'anse d'ensemencement en la plaçant dans le micro-incinérateur pendant 10 secondes. (voir la figure 3A).

2. Soulevez légèrement le couvercle de la plaque de culture et enfoncez l'anse dans la gélose à l'écart de toute croissance pour refroidir l'anse.

3. Grattez un petite quantité des organismes et fermez immédiatement le couvercle (voir Fig. 3B).

3. Transférer l'inoculum dans le milieu stérile.

une. Transfert de l'inoculum dans un tube à bouillon :

1. Prenez le tube de bouillon stérile et retirez le capuchon avec le petit doigt de votre main en boucle (voir la figure 2A). Ne posez pas le capuchon.

2. Placer la lèvre du tube de culture à l'ouverture du microincinérateur pendant 2-3 secondes (voir la figure 2B).

3. Placer la anse d'inoculum dans le bouillon, et retirer la boucle (voir Fig. 2C). Ne posez pas la boucle !

4. Encore une fois placer la lèvre du tube de culture à l'ouverture du microincinérateur pendant 2-3 secondes (voir la figure 2D).

5. Remettez le capuchon (voir la figure 2E).

6. Restériliser l'anse d'ensemencement en la plaçant dans le micro-incinérateur pendant 10 secondes (voir la figure 2F). Maintenant, vous pouvez poser la boucle jusqu'à ce que vous en ayez à nouveau besoin.

Le transfert de l'inoculum dans un tube de bouillon est résumé à la Fig. 2.

b. Transfert de l'inoculum dans une boîte de Pétri :

1. Si la surface de gélose de la plaque est visiblement humide, utilisez un écouvillon stérile pour retirer délicatement l'eau.

2. Au bas de la plaque de Pétri, divisez la plaque en tiers avec votre marqueur de cire et étiquette comme indiqué ci-dessous. Cela guidera vos stries.

3. Soulevez le bord du couvercle juste assez pour insérer la boucle.

4. Strier la boucle sur toute la surface du milieu gélosé en utilisant soit le modèle indiqué dans 4 ou le modèle montré dans Fig. 5. Ces motifs de stries vous permettent de obtenir des colonies bactériennes isolées uniques provenant d'une seule bactérie ou d'un arrangement de bactéries (voir Fig. 6).

Afin d'éviter de creuser dans la gélose lorsque vous rayez la boucle sur le dessus de la gélose, vous devez garder la boucle parallèle à la surface de la gélose. Commencez toujours à faire des stries à la "position 12:00" (voir Fig. 3C) de la plaque et rayez latéralement pendant que vous tirez la boucle vers vous. En suivant la Fig. 4 ou la Fig. 5, chaque fois que vous flambez et refroidissez la boucle entre les secteurs, faites pivoter la plaque dans le sens inverse des aiguilles d'une montre pour être travaillant toujours dans la "position 12:00" de la plaque. Cela maintient la boucle d'inoculation parallèle à la surface de la gélose et aide à empêcher la boucle de creuser dans la gélose.

5. Retirez la boucle et fermez immédiatement le couvercle.

6. Restériliser l'anse d'ensemencement en la plaçant dans le micro-incinérateur pendant 10 secondes (voir la figure 3D).

Voir les liens ci-dessous pour voir les colonies isolées sur trois plaques à stries sectorielles.

  • Plaque à rayures #1 : Serratia marcescens sur gélose trypticase soja.
  • Plaque à rayures #2 : Escherichia coli sur gélose trypticase soja.
  • Plaque de strie #3 : Spécimen fécal sur gélose au sang.

À l'avenir, chaque procédure en laboratoire sera effectuée en utilisant une technique aseptique similaire.

FORMES DE MÉDIAS CULTURELS

1. Les tubes à bouillon sont des tubes contenant un milieu liquide. Un milieu de bouillon typique contenant des nutriments tel que le bouillon Trypticase Soy contient des substrats pour la croissance microbienne tels que le digestat pancréatique de caséine, le digestat papaïque de tourteau de soja, le chlorure de sodium et l'eau. Après incubation, croissance (développement de nombreuses cellules à partir de quelques cellules) peut être observé sous une ou une combinaison de trois formes :

une. Pellicule: Une masse d'organismes flotte au-dessus du bouillon (voir Fig. 7A).

b. Turbidité: Les organismes apparaissent comme un trouble général dans tout le bouillon (voir Fig. 7B).

c. Sédiment: Une masse d'organismes apparaît comme un dépôt au fond du tube (voir Fig. 7C).

2. Les tubes inclinés (voir Fig. 8A) sont des tubes contenant un milieu nutritif plus un agent solidifiant, l'agar-agar. Le milieu a été autorisé à se solidifier à un angle afin d'obtenir une surface d'inoculation plate (voir Fig. 8B).

3. Stab tubes (deeps) sont des tubes de milieu gélose durci qui sont inoculés en "piquant" l'inoculum dans la gélose (voir Fig. 9).

4. Les plaques de gélose sont des plaques de Pétri stériles qui sont remplies de manière aseptique avec un milieu gélosé stérile fondu et laissées à se solidifier. Les plaques sont beaucoup moins confinées que les slants et les stabs et sont couramment utilisées dans la culture, la séparation et le comptage des micro-organismes. Des colonies isolées de micro-organismes sur des plaques de gélose peuvent être décrites à l'aide des termes figurant à l'annexe A.

BESOINS EN OXYGÈNE POUR LA CROISSANCE MICROBIENNE

Les micro-organismes présentent une grande variation dans leurs besoins en oxygène gazeux. La plupart peuvent être placés dans l'un des groupes suivants :

1. Aérobies obligatoires sont des organismes qui grandissent seul en présence d'oxygène. Ils tirent leur énergie de la respiration aérobie.

2. Microaérophiles sont des organismes qui ont besoin d'une faible concentration d'oxygène pour leur croissance. Ils tirent leur énergie de la respiration aérobie.

3. Anaérobies obligatoires sont des organismes qui grandissent seul sans oxygène et, en fait, l'oxygène les inhibe ou les tue. Ils tirent leur énergie de la respiration anaérobie ou de la fermentation.

4. Anaérobies aérotolérants, comme les anaérobies obligatoires, ne peuvent pas utiliser l'oxygène pour la croissance mais ils le tolèrent assez bien. Ils tirent leur énergie de la fermentation.

5. Anaérobies facultatives sont des organismes qui se développent avec ou sans oxygène, mais généralement mieux avec l'oxygène. Ils tirent leur énergie de la respiration aérobie, de la respiration anaérobie et de la fermentation. La plupart des bactéries sont des anaérobies facultatifs.

EXIGENCES DE TEMPÉRATURE

Les micro-organismes ont une température minimale et maximale à laquelle ils peuvent se développer, ainsi qu'une température optimale où ils poussent le mieux. Les micro-organismes peuvent être divisés en groupes sur la base de leur plage de température préférée :

1. Psychrophiles sont des bactéries qui aiment le froid. Leur température optimale de croissance se situe entre -5°C et 15°C. On les trouve généralement dans les régions arctiques et antarctiques et dans les cours d'eau alimentés par les glaciers.

2. Mésophiles sont des bactéries qui se développent mieux à des températures modérées. Leur température optimale de croissance se situe entre 25°C et 45°C. La plupart des bactéries sont mésophiles et comprennent des bactéries du sol communes et des bactéries qui vivent dans et sur le corps.

3. Thermophiles sont des bactéries thermophiles. Leur température optimale de croissance se situe entre 45°C et 70°C et se trouve généralement dans les sources chaudes et dans les tas de compost.

4. Hyperthermophiles sont des bactéries qui se développent à des températures très élevées. Leur température optimale de croissance se situe entre 70°C et 110°C. Ils sont généralement membres de la Archae et poussent près des sources hydrothermales à de grandes profondeurs dans l'océan.

MORPHOLOGIE ET ​​PIGMENTATION DES COLONIES

Une colonie est une masse visible de micro-organismes poussant sur une surface de gélose et provenant généralement d'un seul organisme ou d'un seul arrangement d'organismes. Différents micro-organismes produiront fréquemment des colonies qui diffèrent par leur aspect morphologique (forme, élévation, marge, surface, caractéristiques optiques et pigmentation). Les colonies isolées peuvent être décrites à l'aide de termes standard, tels qu'énumérés à l'annexe A.

  • Micrographie électronique à balayage d'une microcolonie de Escherichia coli.
  • Animation de la morphologie des colonies bactériennes. © Hussein Shoeb, auteur. Licence d'utilisation, ASM MicrobeLibrary.

La caractéristique la plus visuelle est probablement pigmentation (Couleur). Certains micro-organismes produisent des pigments pendant la croissance et seraient chromogène. Souvent, cependant, la formation de pigment dépend de facteurs environnementaux tels que la température, les nutriments, le pH et l'humidité. Par exemple, Serratia marcescens produit un pigment rouge foncé à 25°C, mais ne produit pas de pigment à 37°C.

Les pigments peuvent être divisés en deux types de base : insolubles dans l'eau et solubles dans l'eau. Si le pigment est insoluble dans l'eau (voir Fig. 10A), comme c'est le cas avec la plupart des bactéries chromogènes, il ne diffuse pas hors de l'organisme. De ce fait, les colonies sont pigmentées mais la gélose reste de couleur normale. Si le pigment est soluble dans l'eau comme dans le cas de Pseudomonas aeruginosa (voir Fig. 10B et Fig. 10C), il diffusera hors de l'organisme dans le milieu environnant. Les colonies et la gélose apparaîtront pigmentées.

Vous trouverez ci-dessous une liste de plusieurs bactéries chromogènes courantes :

  • Staphylococcus aureus - or; insoluble dans l'eau
  • Micrococcus luteus - jaune; insoluble dans l'eau
  • Micrococcus roseus - rose; insoluble dans l'eau
  • Mycobactérie phlei - Orange; insoluble dans l'eau
  • Serratia marcescens - rouge-orange; insoluble dans l'eau
  • Pseudomonas aeruginosa 10B et Pseudomonas aeruginosa Fig. 10B - vert/bleu ; soluble dans l'eau

MÉDIAS

Tubes Trypticase Soy Broth (4), tubes inclinés Trypticase Soy Agar (4), tubes Stab Trypticase Soy Agar (4) et plaques Trypticase Soy Agar (7).

ORGANISMES

Cultures Trypticase Soja Bouillon de Bacillus subtilis, Escherichia coli et Micrococcus luteus, et des cultures sur plaque de Trypticase Soy Agar de Mycobactérie phlei.

PROCÉDURE (à faire en binôme)

1. Inoculer aseptiquement un tube Trypticase Soy Broth, un tube incliné Trypticase Soy Agar, un tube stab Trypticase Soy Agar et une plaque Trypticase Soy Agar avec B. subtilis. (Voir fig. 11)

N'oubliez pas d'étiqueter tous les tubes avec un marqueur de cire. Lorsque vous rayez les plaques de gélose, utilisez l'un des modèles illustrés à la Fig. 4 ou à la Fig. Cette procédure est appelée rayures pour l'isolement et a un effet diluant. Le frottement de la boucle contre la gélose provoque la chute des organismes de la boucle. Vers la fin du motif de stries, les organismes individuels se séparent suffisamment à la surface de la gélose pour donner lieu à colonies isolées isolées après incubation.

2. Inoculer de manière aseptique un tube Trypticase Soy Broth, un tube incliné Trypticase Soy Agar, un tube stab Trypticase Soy Agar et une plaque Trypticase Soy Agar avec E. coli. (Voir la figure 11)

3. Inoculer aseptiquement un tube Trypticase Soy Broth, un tube incliné Trypticase Soy Agar, un tube stab Trypticase Soy Agar et une plaque Trypticase Soy Agar avec M. luteus. 11)

4. phlei. 11)

5. Incuber tous les tubes et plaques ensemencés avec B. subtilis, E. coli, M. luteus, et M. phlei à 37 ans°C. Placer le tubes dans votre porte-tubes à essai dédié. Incuber le plaques de pétri à l'envers (couvercle en bas) et empilé dans le support de plaque de Pétri sur l'étagère du 37°C incubateur correspondant à votre section de laboratoire. L'incubation des plaques à l'envers empêche l'eau de condensation de tomber sur les colonies en croissance et de les faire couler ensemble. (Stockez votre support de tubes à essai sur l'étagère de votre incubateur lorsqu'il n'est pas utilisé.)

6. Afin d'illustrer que les micro-organismes sont partout autour de nous et de démontrer la nécessité d'une technique aseptique appropriée, contaminer trois boîtes de Trypticase Soy Agar comme suit :

une. Retirez le couvercle de la première plaque de gélose et placez la partie de gélose exposée dans ou hors du bâtiment pour la durée du laboratoire d'aujourd'hui. Replacez le couvercle, étiquetez la plaque "air", et incubez-la à l'envers à température ambiante. Faites cette assiette en premier.

b. À l'aide d'un marqueur de cire, divisez une deuxième plaque de Pétri en deux. Vous et votre partenaire humidifiez tous les deux un coton-tige stérile dans de l'eau stérile. Frottez votre écouvillon sur une surface du bâtiment ou sur vous-même. Utilisez cet écouvillon pour inoculer votre moitié de la deuxième plaque de gélose. Étiqueter la plaque et incuber à l'envers à température ambiante.

c. Avec un marqueur de cire, divisez une troisième plaque de pétri en quartiers et étiquettez comme indiqué sur la figure 12. Sur votre moitié de plaque, frottez d'abord les doigts d'une de vos mains gantées sur votre quadrant « gant ». Retirez ce gant et frottez vos doigts sur le quadrant de vos « doigts ». Votre partenaire fera de même sur sa moitié d'assiette. Étiqueter la plaque et incuber à l'envers dans votre porte-plaque de Pétri à 37 ans°C. Faites cette assiette en dernier.

OBJECTIFS DE PERFORMANCE DU LAB 2

Après avoir terminé ce laboratoire, l'étudiant sera en mesure d'effectuer les objectifs suivants :

DISCUSSION

  1. Définir les termes suivants : culture pure, milieu stérile, inoculum, technique aseptique et colonie.
  2. Énoncez et définissez les trois types de croissance que l'on peut observer dans une culture en bouillon.
  3. Définir les termes suivants : aérobie obligatoire, microaérophile, anaérobie obligatoire, anaérobie aérotolérant et anaérobie facultatif.
  4. Définissez les termes suivants : psychrophile, mésophile, thermophile et hyperthermophile.
  5. Définissez les termes suivants : pigment chromogène, soluble dans l'eau et pigment insoluble dans l'eau.

PROCÉDURE

1. À l'aide d'une anse d'inoculation, montrez comment retirer de manière aseptique un peu d'inoculum d'un tube de bouillon, d'un tube incliné, d'un tube à piquer ou d'une plaque de Pétri, et inoculer un tube à bouillon, un tube incliné, un tube à piquer ou une plaque de Pétri stérile sans introduire de contamination extérieure .

2. Étiquetez tous les tubes et plaques et placez-les sur l'étagère de l'incubateur correspondant à votre section de laboratoire.

3. Remettez toutes les cultures pures de la classe sur la paillasse du laboratoire de l'instructeur.

4. Jetez tout le matériel une fois l'expérience terminée, en vous assurant d'enlever toutes les marques de la verrerie. Placer tous les tubes de culture dans les paniers en plastique de la hotte à risque biologique et toutes les plaques de Pétri dans les seaux de la hotte à risque biologique.

RÉSULTATS

1. Reconnaître et identifier les types de croissance suivants dans une culture en bouillon : pellicule, turbidité, sédiment et toute combinaison de ceux-ci.

2. Indiquer la couleur et la solubilité dans l'eau du pigment observé sur une plaque de culture d'une bactérie chromogène.

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Comment effectuer un transfert aseptique dans un laboratoire de microbiologie

Dans cet exercice de laboratoire, vous apprendrez à transférer des cultures microbiologiques d'un milieu à un second milieu stérile sans contamination de la culture, du milieu stérile ou de l'environnement. Pourquoi est-ce important?

Vous avez appris que les micro-organismes sont omniprésents et peuvent prospérer un peu partout. Il est beaucoup trop facile de contaminer vos tests de laboratoire avec des organismes errants provenant de l'air, du plan de travail ou de vos outils. Il est également possible d'exposer votre environnement ou vous-même à un éventuel agent pathogène.

Certaines techniques sont nécessaires lors de la manipulation d'organismes, de milieux en tube, de milieux plaqués et d'outils d'inoculation tels que des anses, des aiguilles ou des écouvillons. L'utilisation de ces techniques pour maintenir des conditions d'asepsie est un processus connu sous le nom de « technique aseptique ».

Qu'est-ce que la « technique aseptique » ? Que signifie le mot « septique » ? La technique aseptique est un moyen d'effectuer un travail de laboratoire qui réduit considérablement le risque de contamination.

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Étapes pour le transfert aseptique

Stérilisez la boucle ou l'aiguille en la tenant dans la flamme d'un bec Bunsen. Le métal doit briller d'un rouge orangé avant que la stérilisation soit considérée comme terminée. Lors du transfert d'organismes, il est important de maintenir un environnement propre. Il faut éviter de parler, de tousser ou d'éternuer lors des transferts bactériens d'un support à un autre. Évitez les courants d'air. Maintenez un environnement propre en désinfectant les tables avant et après avoir travaillé avec des micro-organismes. Un désinfectant de surface courant (et celui que nous utilisons en laboratoire) est l'éthanol à 70 %.

Notes et conseils et étapes pour le transfert aseptique

1. Assurez-vous de porter l'équipement de protection individuelle (EPI) approprié avant de commencer à travailler dans le laboratoire. Si vous ne savez pas quel EPI vous devez porter, demandez à votre instructeur.

2. Désinfectez votre zone de travail avec l'éthanol à 70 % fourni à votre table.

3. Rassemblez tout le matériel nécessaire (culture stock bactérienne, milieux de croissance, bec Bunsen, outils de transfert, Sharpie) avant de commencer.

4. Étiquetez les tubes et/ou les plaques que vous allez ensemencer avec les éléments suivants : votre nom ou vos initiales, la date, le type de milieu dont il s'agit et le nom de l'organisme

5. Réglez correctement la flamme du bec Bunsen. La flamme appropriée est un petit cône bleu, ce n'est pas un grand panache, ni orange.

6. Enflammez votre boucle (ou aiguille) de l'extrémité de la poignée (l'extrémité la plus proche de la pointe, pas l'extrémité que vous tenez) jusqu'à la pointe de la boucle. Assurez-vous que chaque segment de métal brille en orange avant de déplacer le segment suivant dans la flamme. Attention, le métal va chauffer.

7. Une fois que vous avez flambé votre anse (ou aiguille), ne la posez pas, ne soufflez pas dessus, ne la touchez pas avec vos doigts ou ne la touchez pas sur une surface autre que votre inoculum ou le milieu stérile. Si vous touchez la pointe à une autre surface ou soufflez dessus, vous devrez reflammer l'anse avant de procéder à votre inoculation.

8. Laissez votre boucle ou votre aiguille refroidir avant d'essayer de ramasser votre organisme. Si vous ramassez un organisme avec un outil chaud, vos cellules seront tuées. Pour refroidir rapidement votre anse ou votre aiguille, placez-la sur une section de gélose non ensemencée ou au moins différente de la zone à partir de laquelle vous retirerez les cellules.

9. Assurez-vous que vous transférez le bon organisme dans votre tube étiqueté en vérifiant deux fois le nom de l'organisme sur la culture mère à partir de laquelle vous collectez votre inoculum.

10. Lorsque vous retirez les bouchons des tubes, gardez toujours les bouchons dans votre main. Ne les posez jamais sur la table, car ils pourraient ramasser des contaminants. Votre instructeur peut vous montrer comment.

11. Manipulez toujours les tubes ouverts à un angle, ne les laissez jamais pointer directement vers le haut, car des organismes en suspension dans l'air ou d'autres organismes environnementaux pourraient tomber dans le tube et provoquer une contamination. De plus, gardez les couvercles des assiettes au-dessus de l'assiette lorsque vous faites des stries, car cela aidera à prévenir la contamination environnementale de l'assiette.

12. Toujours flamber le rebord d'un tube de culture lorsque vous l'ouvrez et avant de remettre le bouchon en place.

13. Dès que vous avez terminé l'inoculation, flambez votre anse ou votre aiguille. Ne placez jamais un outil contaminé sur votre établi.

14. Collez toujours vos plaques inoculées ensemble et incubez-les à l'envers. Cela aidera à prévenir la contamination et à favoriser la formation de colonies isolées.

15. Jetez les matériaux contaminés, remettez correctement vos fournitures dans les emplacements de stockage appropriés et nettoyez vos dégâts !

16. Désinfectez toujours votre zone de travail avec de l'éthanol à 70 % lorsque vous avez terminé.


Différences rencontrées dans un vrai laboratoire :


Dans un laboratoire réel, certaines étapes importantes ne sont pas nécessairement applicables dans un laboratoire virtuel :

  1. Lors de l'ensemencement des milieux gélosés (plaques et géloses inclinées), veillez à ne pas creuser ou déchirer la surface de la gélose avec l'anse. Étiquetez toujours tous les tubes et les plaques avec :
    1. Le nom de l'organisme
    2. Le type de média
    3. Vos initiales
    4. Le rendez-vous
  2. Assurez-vous de placer les plaques de gélose dans l'incubateur à l'envers. Cela empêche la condensation d'eau de s'égoutter sur la surface de la gélose et de se répandre sur les colonies. Cela empêchera également la contamination et aidera à la formation de colonies isolées.
  3. Ajustez correctement la flamme du bec Bunsen. La flamme appropriée est un petit cône bleu, ce n'est pas un grand panache, ni orange.
  4. Tout en enflammant la boucle (ou l'aiguille), assurez-vous que chaque segment de métal brille en orange/rouge avant de déplacer le segment suivant dans la flamme. Attention, le métal deviendra extrêmement chaud.
  5. Une fois que vous avez flambé votre boucle (ou aiguille), ne la posez pas, ne soufflez pas dessus, ne la touchez pas avec vos doigts ou ne la touchez pas à une surface autre que votre inoculum ou le milieu stérile. Si vous touchez la pointe à une autre surface ou soufflez dessus, vous devrez reflammer l'anse avant de procéder à votre inoculation.
  6. Laissez votre boucle ou votre aiguille refroidir avant d'essayer de ramasser votre organisme. Si vous ramassez un organisme avec un outil chaud, vos cellules seront tuées. Pour refroidir rapidement votre anse ou votre aiguille, placez-la sur une section de gélose non ensemencée ou au moins différente de la zone à partir de laquelle vous allez retirer les cellules.
  7. Assurez-vous que vous transférez le bon organisme dans votre tube étiqueté en vérifiant deux fois le nom de l'organisme sur la culture mère à partir de laquelle vous collectez votre inoculum.
  8. Lorsque vous retirez les bouchons des tubes, gardez toujours les bouchons dans votre main. Ne les posez jamais sur la table, car ils pourraient ramasser des contaminants.
  9. Manipulez toujours les tubes ouverts à un angle, ne les laissez jamais pointer directement vers le haut, car des organismes en suspension dans l'air ou d'autres organismes environnementaux pourraient tomber dans le tube et provoquer une contamination. De plus, gardez le couvercle sur une assiette lorsque vous retirez l'inoculum, car cela aidera à prévenir la contamination de l'environnement.
  10. Flambez toujours le bord d'un tube de culture lorsque vous l'ouvrez et avant de remettre le bouchon en place.
  11. Dès que vous avez terminé l'inoculation, flambez votre anse ou votre aiguille. Ne placez jamais un outil contaminé sur votre établi.
  12. Jetez correctement tous les matériaux contaminés et retournez vos fournitures dans les emplacements de stockage appropriés et nettoyez votre zone de travail.
  13. Désinfectez toujours votre zone de travail lorsque vous avez terminé.

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Voir la vidéo: Aseptic Technique (Mai 2022).